analis laboratorium kesehatan

Warna urin

Nilai normal: kekuningan jernih
Dalam keadaan normal, warna urin pagi (yang diambil sesaat setelah bangun pagi) sedikit lebih gelap dibanding urin di waktu lainnya. Perubahan warna urin dapat terjadi karena beberapa hal.
Hitam: baru mengkonsumsi tablet besi (ferri sulfat), sedang minum obat parkinson (levodopa), methemoglobunuria.
Biru: mengkonsumsi obat antidepresi (amitriptilin), antibiotik saluran kemih (nitrofurantoin), atau karena infeksi Pseudomonas pada saluran kemih.
Coklat: gangguan fungsi ginjal, mengkonsumsi antibiotik (sulfonamid atau metronidazol), dan konsumsi obat parkinson (levodopa).
Kuning gelap (seperti teh): hepatitis fase akut, ikterus obstruktif, kelebihan vitamin B2 / riboflavin, antibiotika (nitrofurantoin dan kuinakrin).
Oranye-merah: dehidrasi sedang, demam, konsumsi antikoagulan oral, trauma ginjal, konsumsi deferoksamin mesilat, rifampisin, sulfasalazin, laksatif (fenolftalein).
Hijau: infeksi bakteri, kelebihan biliverdin, konsumsi vitamin tertentu.
Bening (tidak berwarna sama sekali): terlalu banyak minum, sedang minum obat diuretik, minum alkohol, atau diabetes insipidus.
Seperti susu (disebut juga chyluria): filariasis atau tumor jaringan limfatik.

Berat jenis
Nilai normal: 1.003 s/d 1.030 g/mL
Nilai ini dipengaruhi sejumlah variasi, antara lain umur. Berat jenis urin dewasa berkisar pada 1.016-1.022, neonatus (bayi baru lahir) berkisar pada 1.012, dan bayi antara 1.002 sampai 1.006.
Urin pagi memiliki berat jenis lebih tinggi daripada urin di waktu lain, yaitu sekitar 1.026.
Abnormalitas:
Berat jenis urin yang lebih dari normal menunjukkan gangguan fungsi ginjal, infeksi saluran kemih, kelebihan hormon antidiuretik, demam, diabetes melitus, diare / dehidrasi.
Berat jenis urin yang kurang dari normal menunjukkan gangguan fungsi ginjal berat, diabetes insipidus, atau konsumsi antibiotika (aminoglikosida).

pH
Nilai normal: 5.0-6.0 (urin pagi), 4.5-8.0 (urin sewaktu)
pH lebih basa: habis muntah-muntah, infeksi atau batu saluran kemih, dan penurunan fungsi ginjal. Dari faktor obat-obatan: natrium bikarbonat, dan amfoterisin B.
pH lebih asam: diet tinggi protein atau diet tanpa kalori, diabetes melitus, asidosis tuberkulosis ginjal, dan fenilketonuria. Dari faktor obat-obatan: diazoksid dan vitamin C.

Glukosa
Nilai normal: negatif
Di Indonesia, glukosa urin biasanya diuji secara semikuantitatif dengan uji reduktor (Benedict).

Pemeriksaan Benedict ini sebenarnya ditujukan untuk mendeteksi adanya glukosa, asam homogentisat, dan substansi reduktor lainnya (misalnya vitamin C) dalam urin; sesuai dengan mekanisme reaksi yaitu reduksi tembaga sulfat. Asam homogentisat bisa ada dalam urin dalam jumlah besar pada individu dengan gangguan metabolisme asam amino alkohol (fenilalanin dan tirosin). Karena faktor ini pemeriksaan glukosuria di negara maju telah diganti dengan Clinistix.
Glukosa urin positif tidak selalu berarti diabetes melitus, walaupun memang penyakit ini yang paling sering memberi hasil positif pada uji glukosa urin. Makna lain yang mungkin:
-Penyakit ginjal (glomerulonefritis, nefritis tubular, sindroma Fanconi).
-Penyakit hepar dan keracunan logam berat.
-Faktor farmakologis (indometasin, isoniazid, asam nikotinat, diuretik tiazid, karbamazepin).
-Nutrisi parenteral total yang berlebihan (hiperalimentasi) dengan infus glukosa.

Protein
Nilai normal: negatif (uji semikuantitatif), 0.03-0.15 mg/24 jam (uji kuantitatif)
Protein dapat diuji dengan asam sulfosalisilat 20%, asam sulfat 6%, atau dengan reagen strip. Pemeriksaan dengan reagen strip lebih banyak digunakan saat ini. Untuk anak-anak di bawah 10 tahun nilai kuantitatif normal protein dalam urin sedikit lebih rendah daripada dewasa, yaitu <100>

Hasil abnormal (positif) dalam uji proteinuria dapat berarti:

Masalah nonginjal (gagal jantung kongestif, asites, infeksi bakteri, keracunan).

Keganasan (leukemia dan keganasan tulang yang bermetastasis).

Proteinuria sementara (pada dehidrasi, diet tinggi protein, stres, demam, post-pendarahan). Penyakit ginjal (lupus, infeksi saluran kemih, nekrosis tubular ginjal).

Pada anak-anak sering karena sindroma nefrotik atau penyakit bawaan (ginjal polikistik). Faktor farmakologis (amfoterisin B, semua aminoglikosida, fenilbutazon, sulfonamid).

Keton

Nilai normal: negatif

Uji ketonuria dimaksudkan untuk mendeteksi adanya produk sampingan penguraian karbohidrat dalam urin. Ketonuria dulu diperiksa dengan metode Rothera, dan sekarang digunakan dipstik. Hasil positif dapat ditemukan pada ketoasidosis diabetik, alkoholisme, diet tinggi lemak, penyakit glikogen, dan konsumsi obat-obatan tertentu (levodopa dan obat-obat anestetik).

Urobilinogen

Nilai normal: 0.1-1 Ehrlich U/dL (dipstik), atau positif s/d pengenceran 1/20 (Wallace-Diamond) Urobilinogen klasik diperiksa dengan uji pengenceran Wallace-Diamond. Cara ini sudah banyak digantikan oleh uji dipstik modern yang bersifat kualitatif.

Urobilinogenuria dapat disebabkan oleh

Penyakit hepar dan empedu (hepatitis akut, sirosis, kolangitis)

Infeksi tertentu (malaria, mononukleosis)

Polisitemia vera ataupun anemia

Keracunan timah hitam

Tidak ada urobilinogen sama sekali dalam urin bermakna ada obstruksi komplit pada saluran empedu (kolelitiasis atau karsinoma pankreas). Dari faktor farmakologis: kloramfenikol dan vitamin C menyebabkan urobilinogen urin berkurang.

Bilirubin

Nilai normal: negatif, maksimal 0.34 μmol/L. Bilirubinuria dapat disebabkan oleh:

Penyakit hepar (sirosis, hepatitis alkoholik), termasuk efek hepatotoksisitas.

Infeksi atau sepsis.

Keganasan (terutama hepatoma dan karsinoma saluran empedu).

Nitrit

Nilai normal: negatif (kurang dari 0.1 mg/dL, atau kurang dari 100.000 mikroorganisme/mL) Nitrit urin digunakan untuk skrining infeksi saluran kemih.

Eritrosit

Nilai normal: 0-3 sel per lapang pandang besar Eritrosit dalam urin yang berlebihan (mikrohematuria) dapat ditemukan pada urin wanita menstruasi dan perlukaan pada saluran kemih; baik oleh batu, infeksi, faktor trauma, maupun karena kebocoran glomerulus.

Leukosit

Nilai normal: 2-4 sel per lapang pandang besar Leukosit yang berlebihan dalam urin (piuria) biasanya menandakan adanya infeksi saluran kemih atau kondisi inflamasi lainnya, misalnya penolakan transplantasi ginjal. Sel epitel Nilai normal: sekitar 10 sel per lapang pandang besar, berbentuk skuamosa. Sel epitel yang lebih daripada jumlah normal berkaitan dengan infeksi saluran kemih dan glomerulonefritis. Sedangkan bentuk sel epitel abnormal dikaitkan dengan keganasan setempat.

Cast / inklusi

Nilai normal: ditemukan cast hialin dalam jumlah sedang, tanpa adanya inklusi. Cast merupakan kumpulan sel-sel yang dikelilingi suatu membran. Biasanya cast selain hialin (misalnya cast eritrosit atau cast leukosit) menunjukkan kerusakan pada glomerulus (glomerulonefritis kronik). Inklusi sitomegalik menunjukkan infeksi sitomegalovirus (CMV) atau campak.

Kristal

Nilai normal: ditemukan kristal dalam jumlah kecil Kristal yang ditemukan dalam urin tergantung pada pH urin yang diperiksa. Pada urin asam dapat ditemukan kristal asam urat. Pada urin netral ditemukan kristal kalsium oksalat. Pada urin basa mungkin terlihat kristal kalsium karbonat dan kalsium fosfat. Ada juga sejumlah kristal yang dalam keadaan normal tidak ada; antara lain kristal tirosin, sistin, kolesterol, dan bilirubin.

Bakteri, jamur, dan parasit

Nilai normal bakteri: negatif. Kecuali untuk urin midstream: <>

Nilai normal jamur dan parasit: negatif Bakteri yang dapat menimbulkan infeksi saluran kemih mungkin ditemukan dalam urinalisa, antara lain E.coli, Proteus vulgaris, Neisseria gonorrhoea dan Pseudomonas aeruginosa. Sedangkan parasit yang mungkin ditemukan dalam urin adalah Schistosoma haematobium dan mikrofilaria spesies tertentu.

Referensi Chernecky CC & Berger BJ. Laboratory Tests and Diagnostic Procedure. Philadelphia: Saunders Elsevier, 2008. Kasper DL et.al (eds). Harrison’s Principles of Internal Medicine. New York: McGraw-Hill, 2007. (hnz)

http://hnz11.wordpress.com/2009/05/22/membaca-lab-urin/

1. Pengecatan Gram

Pengertian : adalah tata cara laboratorium untuk mengindentifikasi kuman melalui pengecatan Gram.

Tujuan : Diagnosis

Sampel : Swab, pus, urine, darah faeces, liquor, pleura, ascites, sputum, dll ciran darah.

Alat :
- Lampu spiritus
- Pipet Pasteur
- Obyek Glass
- Jembatan pengecatan
- Mikroskop

Reagen :
1. Larutan Gram A (Carbol Gentian Violet) :
a. Gentian Violet 1 gr
b. Alkohol 96% 10 ml
c. Phenol Kristal 1 gr
d. Aquadest 90 ml

2. Larutan Gram B (lugol)
a. Yodium 1 gr
b. Kalium Yodida 2 gr
c. Aquadest 300 ml

3. Larutan gram C (Alkohol 96%)

4. Larutan Gram D ( Solution fuchsin 1%)
a. Basic Fuchsin 1 gr
b. Aquadest 100 ml

Cara kerja :
a. Mempersiapkan alat-alat yang akan diperlukan
b. Mempersiakan reagensia yang diperlukan
c. Membuat preparat / sediaaan
d. Mengeringkan dan memfiksasi preparat diatas nyla api spiritus

e. Melakukan pengecatan :
1. Meletakan preparat diatas jembatan pengecatan
2. Menuanggi preparat dengan larutan Gram A selama 4 menit
3. Mencuci preparat dengan air mengalir sebentar lalu menuangginya dengan larutan Gram b selama 1 menit
4. Mencuci preparat deangan air mengalir sebentar lalu menuanginya dengan larutan Gram C goyang-goyang
5. Mencuci preparat deangan air mengalir sebentar lalu menuanginya dengan larutan Gram D selama 5 menit
6. Mencuci preparat deangan air mengalir lalu membiarkan mongering di udara ( kering angin)
f. Mengamati preparat dibawah mikroskop dengan perbesaran kuat untuk mencari adanya bakteri gram ( + ) dan Gram ( - ).

2. Pengecatan BTA
Pengertian : Cara mengidentifikasi Bakteri Tahan Asam melalui pengecatan menurut Ziehl Nielsen
Tujuan : Diagnosis
Sampel : sputum, lesi, Swab, pus, urine, darah, faeces, liquor, pleura, ascites
Alat :
- Spirtus
- Obyek glass
- Jembatan pengecatan
- Ose dan mikroskop
- Pipet pasteur
Reagen :
1. Carbol fuchsin :
- Basic fuchsin 3,0 gr
- Etanol/methanol 100 ml
- Kristal phenol 45 gr
- Aquadest 900 ml
2. larutan dekolorisasi :
- HCl pekat 30 ml
- Etanol 970 ml
3. pewarna kontras :
- Methylen blue khlorida 30 ml
- Air suling/aquadest 1000 ml
Cara kerja :
a. Mempersiapkan alat-alatnyang di perlukan
b. Mempersiapkan reagensia
c. Membuat preparat/sediaan dari bagian spesimen yang purulen/berdarah, menghapus spesimen pada bagian tengah obyek glass ukuran 2 x 3 cm, menulis nomor urut sesuai register Lab TB 04 di sebelah pinggir obyek glass
d. Membakar ose sampai membara setelah setiap mengerjakan 1 spesimen
e. Mengeringkan dan memfiksasi preparat di atas nyala api lampu spirtus
f. Melakukan pengecatan :
1. Meletakkan preparat diatas jembatan pengecatan
2. Menuangi preparat dengan carbol fuchsin
3. Memanaskan dari bawah setiap sediaan dengan lampu spirtus sampai keluar uap, api harus selalu di gerakkan, dihentikan bila sudah timbul uap
4. Mendinginkan selama 5 menit atau lebih, jangan sampai pewarna kering
5. Mencuci dengan air mengalir, memiringkan setiap sediaan untuk mengalirkn air yang berlebih
6. Mencuci sediaan dengan decolorasi sampai tidak ada pewarna carbol fuchsin, maksimal 3 menit
7. Mencuci dengan air mengalir
8. Menggenangi tiap sediaan dengan pewarna kontras 30 menit
9. Mencuci lagi setiap sediaan dengan air mengalir, memiringkan sediaan untuk mengurangi air yang berlebih, mengeringkan di udara terbuka
10. Mengamati preparat di bawah mikroskop dengan pembesaran kuat (100x) untuk mencari adanya bakteri tahan asam (BTA)

sumber:
http://sodiycxacun.blogspot.com/2010/04/pengambilan-darah-dengan-vacutainer.html

Sebagai seorang yang ingin berkerja di laboratorium, ilmu pertama yang harus dipelajari dan wajib bisa adalah menggunakan Mikroskop, karena hampir semua bagian ilmu seperti, Hematologi, Parasitologi, Bakteriologi, Kimia dan lainnya beberapa pemeriksaannya di lakukan dengan menggunakan mikroskop.

Nah sekarang saya ingin berbagi ilmu yang berhubungan dengan Mikroskop, diantaranya adalah bagian-bagian dari Mikroskop dan bagaimana cara menggunakannya.

Berikut adalah gambar bagian dari Mikroskop :



A. Struktur Mikroskop beserta Komponen-komponennya, terdiri dari:

1. Lensa okuler.
Merupakan bagian yang dekat dengan mata pengamat saat mengamati objek. Lensa okuler terpasang pada tabung atas mikroskop. Perbesaran pada lensa okuler ada tiga macam, yaitu 5x, 10x, dan 12,5x.

2. Tabung mikroskop.
Merupakan penghubung lensa okuler dan lensa objektif.
Tabung terpasang pada bagian bergerigi yang melekat pada pegangan mikroskop sebelah atas. Melalui bagian yang bergerigi, tabung dapat digerakkan ke atas dan ke bawah.

3. Makrometer (sekrup pengarah kasar).
Merupakan komponen untuk menggerakkan tabung mikroskop ke atas dan ke bawah dengan pergeseran besar.

4. Mikrometer (sekrup pengarah halus).
Merupakan komponen untuk menggerakkan tabung ke atas dan ke bawah dengan pergeseran halus.

5. Revolver.
Merupakan pemutar lensa untuk menempatkan lensa objektif yang dikehendaki.

6. Lensa objektif.
Merupakan komponen yang langsung berhubungan dengan objek atau specimen. Lensa objektif terpasang pada bagian bawah revolver. Perbesaran pada lensa objektif bervariasi, bergantung pada banyaknya lensa objektif pada mikroskop. Misalnya, ada perbesaran lensa objektif 10x dan 40x (mikroskop dengan dua lensa objektif); 4x, 10x, dan 40x (mikroskop dengan tiga lensa objektif); dan 4x, 10x, 45x, dan 400x (mikroskop dengan empat lensa objektif).

7. Panggung mikroskop.
Merupakan meja preparat atau tempat sediaan obek/specimen. Pada bagian tengah panggung mikroskop terdapat lubang untuk jalan masuk cahaya ke mata pengamat. Panggung digunakan untuk meletakkan sediaan objek atau specimen. Pada panggung terdapat dua penjepit untuk menjepit object glass. Pada beberapa mikroskop lain, panggung dapat digerakkan ke atas dan ke bawah.

8. Diafragma.
Merupakan komponen untuk mengatur banyak sedikitnya cahaya yang masuk melalui lubang pada panggung mikroskop. Diafragma ini terpasang pada bagian bawah panggung mikroskop.

9. Kondensor.
Merupakan alat untuk memfokuskan cahaya pada objek atau specimen. Alat ini terdapat di bawah panggung.

10. Lengan mikroskop.
Merupakan bagian yang dapat dipegang waktu mengangkat atau menggeser mikroskop.

11. Cermin reflektor.
Digunakan untuk menangkap cahaya yang masuk melalui lubang pada panggung mikroskop, yakni dengan cara mengubah-ubah letaknya. Cermin ini memiliki permukaan datar dan permukaan cekung. Permukaan datar digunakan jika sumber cahaya cukup terang dan permukaan cekung digunakan jika cahaya kurang terang.
Pada Mikroskop yang lebih canggih, cermin reflektor digantikan oleh sinar lampu listrik (light illuminator)
12. Kaki mikroskop.
Merupakan tempat mikroskop bertumpu. Kebanyakan kaki mikroskop berbentuk seperti tapal kuda.

B. Mempersiapkan Mikroskop

1. Mikroskop diambil dari tempat penyimpanan mikroskop dengan menggunakan kedua tangan saat mengambil dan membawa mikroskop ke meja. Satu tangan memegang lengan mikroskop dan tangan lain memegang kaki mikroskop.
2. Mikroskop ditempatkan di meja dengan kedudukan datar dan dihadapkan kearah cahaya.
3. Sekrup pemutar besar diputar hingga tabung mikroskop turun sampai ke batas bawah.
4. Revolver diputar sehingga lensa objektif dengan pembesaran lemah (missal 10x) tepat pada posisinya atau tepat berada di atas lubang panggung.
5. Diafragma dibuka secara penuh. Kedudukan cermin diatur agar cahaya yang masuk terpantul melalui lubang pada panggung sehingga melalui lensa okuler akan tampak lingkaran cahaya yang terangnya merata. Lingkaran cahaya tersebut dikenal sebagai bidang pandang.

C. Cara Penggunaan Mikroskop

1. Jarak mata-okuler: Untuk mencegah kelelahan mata, diperlukan penjagaan jarak antara mata dan okuler. Untuk menentukan jarak ini, mata mendekati okuler dari suatu jarak maksimum sekitar 1 cm. Jarak optimum dicapai pada saat medan pandang tampak sebesar-besarnya dan setajam-tajamnya. Selain itu, mata yang sebelah lagi harus tetap terbuka.

2. Pengamatan dimulai dengan menggunakan lensa objektif dengan pembesaran lemah (misal 10x).

3. Sambil mengamati melalui lensa okuler, sekrup pemutar kasar diputar secara perlahan agar tabung mikroskop naik. Pada saat demikian, gambar dapat teramati meskipun belum begitu jelas. Untuk memperoleh gambit yang lebih jelas, sekrup pemutar halus diputar sehingga dapat diamati gambar yang lebih jelas dan lebih fokus.

4. Setelah mengamati gambar dengan menggunakan lensa objektif dengan pembesaran lemah (10x), objek yang sama coba diamati dengan menggunakan lensa dengan pembesaran yang lebih kuat (missal 40x) dengan cara memutar revolver sehingga lensa objektif 40x tepat mengarah ke lubang pada panggung. Hal yang perlu diingat: selama pengamatan dengan pembesaran kuat tidak boleh mempergunakan sekrup pemutar kasar, untuk mendapatkan gambar yang baik (fokus) cukup digunakan sekrup pemutar halus.

D. Perawatan Mikroskop
1. Memegang mikroskop dengan kedua tangan ketika mengangkatnya.
2. Memulai pengamatan dengan pembesaran lemah sebelum menggunakan pembesaran kuat.
3. Tidak memutar tombol dengan kasar.
4. Menghilangkan kotoran pada lensa mikroskop: Seringkali gambar mikroskop tetap kabur meski telah diusahakan penyetelan focus halus. Ini seringkali disebabkan lensa depan objektif yang kotor dan/atau lensa okuler. Untuk memastikan pada bagian mana lensa kotor, pertama-tama lensa okuler diputar, dan kemudian, bila perlu, lensa objektif diputar sambil mengamati cuplikan untuk menentukan kapan lapisan kotoran yang kabur bergerak. Kemudian lensa yang kotor dibersihkan dengan kertas transerat atau kertas lensa. Kondensor yang kotor pun dapat mengaburkan gambar. Ketika membersihkan lensa depan objektif, harus diingat bahwa lensa terpasang pada perekat yang dapat melarut dalam pelarut organic. Oleh karena itu, lebih baik jika digunakan air suling untuk menghilangkan kotoran; jika tidak bisa, digunakan pelarut organik yang mudah menguap sesedikit mungkin, misalnya benzene atau eter minyak bumi.
5. Memastikan mikroskop dalam keadaan kering, sebelum dan sesudah digunakan.

E. Menghitung Pembesaran Gambar

Telah dijelaskan sebelumnya bahwa sebuah mikroskop memiliki dua macam lensa, yaitu lensa okuler dan lensa objektif. Kedua lensa tersebut memiliki ukuran pembesaran tertentu. Pembesaran total untuk panjang tabung yang digunakan diperoleh dari pembesaran pada objektif dikalikan dengan pembesaran yang tertera pada okuler.
Perbesaran objektif x perbesaran okuler = perbesaran total
10 x 8 = 80 x
10 x 12,5 = 125 x
40 x 8 = 320 x
40 x 12,5 = 500 x

Perbesaran total 80-125x (perbesaran rendah) dan 320-500x (perbesaran tinggi) yang diberikan pada contoh sudah cukup untuk memenuhi persyaratan normal.
Perbesaran rendah (3,5 x 8 atau 3,5 x 12,5, yaitu perbesaran total 30-40x) dapat memperlihatkan tampak umum dari suatu cuplikan dan biasanya digunakan untuk pengamatan pertama pada seluruh cuplikan.

F. Preparasi Sampel

1. Setetes air ditempatkan pada object glass.
2. Objek/spesimen diletakkan pada air tersebut.
3. Cover glass ditempatkan pada bagian atasnya dengan cara miring dan turunkan secara perlahan serta diusahakan agar tidak terbentuk gelembung udara. Pembentukan gelembung udara dapat menyebabkan kualitas gambar menjadi kurang bagus atau tidak jelas.
4. Air harus mengisi ruang antara object glass dan cover glass; jika air tersebar ke bagian lain dari object glass, kelebihan ini harus dikeringkan (misal dengan tisu) dengan hati-hati.
5. Jika objek sudah terdapat dalam bentuk suspense cairan, tetesan suspense dapat digunakan tanpa harus meneteskan air terlebih dahulu pada permukaan object glass.

PRINCIPLE

It is generally recognized that stained fecal films are the single most productive means of stool examination for intestinal protozoa. The permanent stained smear facilitates detection and identification of cysts and trophozoites and affords a permanent record of the protozoa encountered. Small protozoa, missed by wet mount examinations (of either unconcentrated or concentrated samples) are often seen on the stained smear. The Wheatley Trichrome technique for fecal specimens is a modification of Gomori’s original staining procedure for tissue. It is a rapid, simple procedure, which produces uniformly well-stained smears of the intestinal protozoa, human cells, yeast, and artifact material.

SPECIMEN

The specimens usually consist of fresh stool or stool fixed in PVA or MIF smeared on microscope slides and allowed to air dry or dry on a slide warmer at 60°C. Stool preserved in 10% -formalin or some of the one-vial fixatives can also be used.

REAGENTS

There are seven steps to this procedure, requiring the following solutions:
1. 70% Ethanol plus iodine: prepare a stock solution by adding iodine crystals to 70% alcohol until you obtain a dark solution. To use, dilute the stock with 70% alcohol until a dark reddish brown color or strong tea color is obtained.
2. 70% Ethanol
3. Trichrome Stain: may be purchased commercially
4. 90% Acid Ethanol
90% ethanol 99.5 ml
Acetic acid (glacial) 0.5 ml
5. 95% ethanol
6. 100% ethanol
7. Xylene or xylene substitute

QUALITY CONTROL

A control slide of a known protozoan such as Giardia spp. from a PVA preserved specimen should be included with each staining run. When the smear is thoroughly fixed and the stain is performed correctly, the cytoplasm of protozoan trophozoites will have a blue green color sometimes with a tinge of purple. Cysts tend to be slightly more purple. Nuclei and inclusions (chromatoid bodies, red blood cells, bacteria) and Charcot-Leyden crystals have a red color sometimes tinged with purple. Glycogen is dissolved by the solvents and appears as a clear area in the organism. The background material usually stains green providing a nice color contrast with the protozoa.

PROCEDURE
1. For PVA smears, place the slide in 70% ethanol plus iodine for 10 minutes. For other fixatives, follow the manufacturer's instructions. Omit the iodine step for preservatives that do not contain mercuric chloride.
2. Place slide in 70% Ethanol for 5 minutes.
3. Place in second 70% Ethanol for 3 minutes
4. Place in Trichrome stain for 10 minutes.
5. Destain in 90% ethanol plus acetic acid for 1 to 3 seconds.
6. Rinse several times in 100% ethanol.
7. Place in two changes of 100% ethanol for 3 minutes each.
8. Place in two changes of xylene or xylene substitute for 10 minutes.
9. Mount with coverslip using mounting medium (e.g., permount).
10. Examine the smear microscopically utilizing the 100× objective. Examine at least 200 to 300 oil immersion fields.

INTERPRETATION

The cytoplasm of organisms stains blue-green tinged with purple, whereas nuclear chromatin, chromatoid bodies, erythrocytes, and bacteria stain red or purplish-red. Background material will stain green to blue-green. Organisms undergoing degeneration take a pale stain, and incompletely fixed organisms may stain red. Yeasts and molds may stain either green or red. Cryptosporidium and Cyclospora oocysts are not satisfactorily stained in Trichrome smears and can easily be overlooked; sometimes they appear as “ghosts” in this stain, which can serve as a clue to their presence.

REFERENCE

Ash, Lawarence and Thomas Orihel. Atlas of Human Parasitology. ASCP. 4th Edition. 1997.

PRINCIPLE

Urine specimens are submitted for culture from patients with symptoms of urinary tract infections and from asymptomatic patients with a high risk of infection. The most common gram-negative bacteria found in a urine culture are: Escherichia coli, Enterobacteriaceae sp. Klebsiella spp., Proteus spp., and Staphylococcus saprophyticus.

Quantitative cultures of urine specimens are critical for diagnosis of UTI. The criteria to be used for distinguishing significant from non-significant growth may vary depending on the patient and type of urine specimen received for culture.

MATERIALS AND EQUIPMENT

1. Media
BA
MAC

2. Supplies
Sterile urine collection cups
Platinum or plastic disposable calibrated loops (0.001-ml for colony counts>1,000 CFU/ml)

3. Reagents
Gram stain reagents
Reagents specified in preliminary identification protocol
API 20E

4. Equipment
Non-CO2 incubator
Microscope

SPECIMEN

1. Specimen collection – Urine is normally a sterile body fluid. However, unless it is collected properly, it can become contaminated with normal flora from the urethra, vagina, prostate or perineum. Laboratory staff must provide detailed instructions to the patients to ensure proper specimen collection.

Clean-catch midstream urine or catheter urine. See Specimen Collection section of this manual for more complete instructions.

2. Timing and transport
a. First morning specimen is best. Excessive fluid intake will dilute the colony count to <105>

2. If the intent is to determine if there is a high colony count infection, place 0.01 ml of well mixed, uncentrifuged urine onto a glass slide, allow it to air dry without spreading, and Gram stain. (Refer to Gram Stain SOP). Report the number of microorganisms per oil immersion field (OIF). The presence of one or more microorganisms per OIF correlates with a colony count of > 105 CFU/mL. Report and quantitate WBC’s and organisms seen. The presence of many squamous epithelial cells and different microbial morphotypes indicates contamination or “dirty-catch”. Request a repeat specimen.
3. If the intent of the requisition is to establish whether the infection is Gram-positive or Gram
negative, Grams stain the sediment of urine that has been centrifuged at 1500 g for 5 minutes. Evaluate the organisms OIF. Report whether the organisms are Gram-positive or Gram-negative.

INOCULATION AND INCUBATION

SURFACE STREAK METHOD

The standard choice of media used for initial inoculation of urine is: BA (non-selective media), and MAC. The proper procedure for inoculating urine specimens with a calibrated loop onto culture medium is as follows:

1. Flame and cool a platinum loop calibrated to deliver 0.001 ml (alternatively, a commercially purchased calibrated disposable plastic loop delivering 0.001 ml may be used.)

2. After mixing the urine, remove the top of the container.

3. Holding the cooled loop vertically, immerse the loop below the surface of the urine specimen and subsequently remove the loop vertically.

4. Inoculate the urine on the agar by making a single line steak down the middle of the plate from top to bottom.

5. Beginning at the top of the plate, streak the urine back and forth across the inoculum line, filling the plate with streak lines.

6. Then streak the plate at right angles to the initial streak to produce isolated colonies.
7. Incubate both culture plates at 35 to 37o C in an aerobic atmosphere for 18-24 h.



EXAMINATION OF CULTURE MEDIA

1. Examine cultures that have been incubated overnight.

2. If there is no visible growth and the specimen was collected by voiding or with a catheter, report as follows: “No growth at 24 hours”

3. Re-incubate culture plates with tiny or scant colonies that are not discernible.

4. For positive cultures, examine culture plates for the quantity and morphological type of organisms present. The BA plate is used for the total bacterial count. MAC is inhibitory and could give erroneous quantitative results. MAC should only be used for the presumptive identification of gram-negative rods. A total colony count is performed and the CFU/mL of urine is calculated. Using a 0.001-ml loop, one colony equals 1,000 or 103 CFU/mL (10 colonies would be equal to 10,000 or 104 CFU/ml).

5. Perform additional testing based on the colony count and morphology, method of urine collection, and clinical condition. In routine “clean catch” urine specimens colony counts of 100,000 or 105 CFU/mL or greater are considered significant. Counts of 103 – 105 CFU/mL may also be considered significant from patients on antimicrobial agents, female patients with urethritis, symptomatic males, and dilute urines. Consult with the medical provider as required.

6. In general when there are three or more colony types of organisms grown, regardless of the colony count, it indicates that the specimen was contaminated during collection. This is especially true if the organisms are common vaginal flora such as Lactobacillus sp. Other common contaminants include diphtheroids, viridans streptococci, and coagulase negative staphylococci other than Staphylococcus saprophyticus.

INTERPRETATION

Colony counts should be correlated with clinical criteria to confirm a diagnosis of urinary tract infection (UTI).

1. No Growth

Final report: “No growth at 48 hours”.

2. Colony count <>

INTRODUCTION

Glucose intolerance during pregnancy is associated with an increase in perinatal morbidity and mortality, especially in women who are:

• Aged >25 years
• Member of an ethnic group with high prevalence of diabetes (e.g., Hispanic, African, Native American, South or East Asian, Pacific islander)
• Body mass index > 25
• Previous unexplained perinatal loss or birth of a malformed child
• History of abnormal glucose tolerance
• Previous large baby (greater than 9 lbs.)
• Family history of diabetes, especially in first degree relatives
• Abnormal birth weight (<> 9 lbs)
• Polycystic ovary syndrome

Hyperglycemia during pregnancy affects 2-3% of pregnant women; most will return to normal after delivery. Most patients with GDM have normal fasting glucose levels, thus some challenge of glucose tolerance must be undertaken. It is therefore recommended that universal screening and diagnosis be performed between 24 and 28 weeks gestation on all pregnant women not identified as having glucose intolerance. Women with a family history of diabetes or previous gestational diabetes should undergo the screening test earlier in pregnancy (14 to 20 weeks) and again at 24 to 28 weeks of gestation.

SCREENING PROCEDURE

1. Patient Preparation:
Explain test purpose (to evaluate abnormal carbohydrate metabolism) and the procedure. No fasting is required. Test performed without regard to time of day or time of last meal. Patient should not eat, drink, or chew gum during the test. She may void if necessary.

2. Have patient ingest 50 gm of oral glucose (usually chilled glucola).

3. One hour after ingestion, measure patient’s serum glucose.

4. Patient aftercare: Normal activities, eating, and drinking may be resumed.

5. Normal Values: <> 140 mg/dL (nonfasting) / > 130 mg/dL (fasting) and <> 126 mg/dL are diagnostic of diabetes.

DIAGNOSIS PROCEDURE

1. Perform in the morning after a 10-16 hour fast.
Note: This is often done after a 3-day 150-gm carbohydrate/day diet.

2. Measure fasting serum glucose

3. Have patient ingest 100 gm of glucose orally within 5 minutes

4. Measure serum glucose hourly for 3 hours – Fasting, 1 hour, 2 hour, 3 hour

5. The patient should not smoke, drink coffee, or exercise during the testing process other than to walk around. If autonomic nervous system responses develop during testing (pallor, sweating, nausea, fainting, etc.), testing should be discontinued after a sample is taken. The test should be repeated at another time.

6. Normal venous glucose values:

Fasting <95 mg/dL
1 hour <180 mg/dL
2 hour <155 mg/dL
3 hour <140 mg/dL

7. If two or more of the four values are met or exceeded a diagnosis of gestational diabetes can be made.

8. If results are normal in a clinically suspicious situation, repeat during the third trimester.

REFERENCE

1. Fischback, T, Dunning, MB III. Manual of Laboratory Diagnostic Tests, LW & W, Philadelphia, PA, 7th Ed, 2003.

2. Star, Winifred. Ambulatory Obstetrics, Univ. of California San Francisco; 3rd Ed, 1999.

3. Tietz NW. Textbook of clinical Chemistry, 3rd Ed. WB Saunders. Philadelphia: 1815; 1999.

4. Wallace, J. Interpretation of Laboratory Tests, LW & W, Philadelphia, PA, 7th ed. 2000.

Microscopic Examination

Calibration of Microscopes Using an Ocular Micrometer:

A correctly calibrated microscope is crucial because size is an important characteristic for identification of parasites. This section assumes that an ocular micrometer disk has been installed in one of the oculars and that a stage micrometer is available for calibrating the ocular micrometer. This calibration should be done for each of the microscope's objectives.

Place the stage micrometer on the microscope stage and focus on the micrometer scale, until you can distinguish between the large (0.1 mm) and the small (0.01 mm) divisions of the scale. Adjust the stage micrometer so that the "0" line on the ocular micrometer is superimposed with the "0" line on the stage micrometer. Without changing the stage adjustment, find a point as distant as possible from the two superimposed "0" lines where two other lines are also exactly superimposed. Determine the number of ocular micrometer spaces, as well as the number of millimeters on the stage micrometer, between the two points of superimposition.

For example: Suppose 48 ocular micrometer spaces (units) equal 0.6 mm. Calculate the number of mm/ocular micrometer space.

0.6 mm × 48 ocular micrometer spaces = 0.0125 mm/ocular micrometer space

Since most measurements of microorganisms are given in µm rather than mm, the value calculated above must be converted to µm by multiplying it by 1000 µm/mm.

For example:
0.125 mm ocular space × 1000 µm/mm = 12.5 µm/ocular micrometer space

Thus in this case, 1 ocular micrometer space (unit) is the equivalent of 12.5 µm.

Follow the above steps for each objective. Calibration readings should be posted on each microscope and the microscope should be recalibrated after every cleaning or changing of objectives or oculars.

Wet Mount Preparation:

Before preparing a wet mount slide, the microscope should be calibrated. The objectives and oculars used for the calibration procedure should be used for all measurements on the microscope. The calibration factors should always be posted on the side of the microscope.

Protozoan trophozoites, cysts, oocysts, and helminth eggs and larvae may be seen and identified using a wet mount identification technique. To prepare a wet mount, obtain a microscope slide and the stool specimen. Take a small amount of the specimen and place it on a microscope slide. If the stool specimen is still somewhat solid, add a drop or two of saline to the specimen and mix. Ideally, two smears can be prepared on one slide, of which one can be stained with iodine. Thickness of the wet mount should be as the image below illustrates.

If desired the coverslip(s) can be sealed. A preparation of petroleum jelly and paraffin in a 1:1 ratio can be applied with a cotton tip swab as illustrated. It must be heated to approximately 70°C to both mix and use. Sealing the coverslip keeps organisms from moving when using oil immersion objectives and prevents the preparation from drying out. To seal, secure the four corners by placing a drop of hot sealant to anchor the coverslip. Spread a thin layer around the edges. Other suitable sealing preparations can be used if desired.

Systematically scan the entire coverslip area using the 10× objective as illustrated. If something suspicious is seen, a higher magnification may be necessary.

CAUTION: Bringing high power objectives too near the edge of the slide will result in the sealant smearing the objective and interfering with the optors.

Stained Slide Preparation:

Permanent stained slides are used for identification of protozoan trophozoites and cysts and for confirmation of species. It also permits consultation reference and diagnosis when needed as well as providing a permanent record of organism(s) observed. The microscope should be calibrated before examination begins. Positive microscope slides as well as reference material (plates, photographs, digital images) should be available by the workstation to compare morphological details and organisms. Refer to the staining section of stools for additional information regarding which stains to use.

Normally 3 × 1 slides are used to prepare permanent stained slides. If the specimen is unpreserved, prepare a thin, even smear of the material by streaking the material back and forth on the slide with an applicator stick. If necessary dilute feces with saline. For PVA fixed specimens, apply two or three drops of the specimen to the slide and with a rolling motion or an up and down dabbing motion spread the specimen evenly to cover an area roughly the size of a 22 by 22 mm coverslip. For other fixatives, check manufacturers instructions.

After the staining process is complete, systematically examine the smear microscopically utilizing the 100× oil objective. Examine at least 200 to 300 oil immersion fields. Report protozoa seen as either trophozoites and/or cysts as applicable.

UV Fluorescence Microscopy Procedure:

The demonstration of Cyclospora oocysts in wet preparations is greatly enhanced by using UV fluorescence microscopy. Despite the age of the specimen or sample, Cyclospora oocysts exhibit intense blue color when observed under a fluorescence microscope (UV excitation filter set at 330-365 nm). If this filter set is not available, a less intense green fluorescence can be obtained with blue excitation (450-490 nm). Under bright-field (differential interference contrast or DIC) microscopy, Cyclospora oocysts appear as refractile spheres (8-10 µm) with a distinct oocyst wall. The utilization of both bright-field (DIC) and fluorescence microscopy provides an efficient and reliable approach to diagnosis. However, it does not provide a permanent stained slide that can be archived.

Trikomoniasis dan Penatalaksanaannya

AM Adam, Hardy Suwita
SMF Kulit dan Kelamin RSUD Lambuang Baji, Makassar

Trikomoniasis adalah infeksi Trichomonas vaginalis yang merupakan protozoa patogen pada saluran genito-urinaria manusia. Berbagai macam gejala klinis dapat ditemukan baik pada wanita maupun pria dan diagnosis pasti adalah dengan menemukan organisme ini. Hingga saat ini metronidasol masih merupakan obat pilihan untuk trikomoniasis.

ETIOLOGI Trikomonas adalah suatu organisme eukaryotik yang termasuk kelompokmastigophora, mempunyai flagel, dengan ordo trichomonadida. Terdapat lebih dari 100 spesies, sebagian besar trichomonas merupakan organisme komensal pada usus mamalia dan burung. Terdapat 3 spesies yang sering ditemukan pada manusia yaitu Trichomonas vaginalis yang merupakan parasit pada saluran genitourianaria, Trichomonas tenax dan Pentatrichomonas hominis merupa-kan trichomonas non patogen yang ditemukan di rongga mulut untuk Trichomonas tenax dan usus besar untuk Pentatrichomonas
hominis .

Nama Trichomonas vaginalis sebenarnya salah, karena juga ditemukan di uretra wanita dan tidak jarang ditemukan di uretra pria.

Organisme ini berbentuk oval atau fusiformi, atau seperti buah pir dengan panjang rata-rata 15 mm dengan tanda khas selalu berpindah tempat. Intinya terletak anterior, antara inti dan permukaan ujung yang lebih luas terdapat 1 atau lebih struktur yang membulat yang disebut blepharoplasts dan dari tempat inilah keluar keempat flagel. Flagel kelima berbentuk membran bergelombang yang berasal dari kompleks kinetosomal dan terbentang sepanjang setengah dari organisme ini

Pergerakannya dengan kedutan yang didorong oleh keempat flagel anterior, kecepatan dan aktivitas hentakannya yang khas menyebabkan organisme ini mudah diidentifikasi pada sediaan segar.

Trichomonas vaginalis tumbuh di lingkungan yang basah dengan suhu 35-37º C dengan pH antara 4,9-7,5

Trichomonas vaginalis tidak menyerang jaringan di sebelah bawah dinding vagina, ia hanya ada di rongga vagina; sangat jarang ditemui di tempat lain. Lingkungan vagina sangat disukai oleh organisme ini

Trichomonas vaginalis dapat menimbulkan reaksi radang pada rongga vagina yang didominasi oleh sel lekosit polymorphonuclear (PMN). Trichomonas vaginalis dan ekstraknya dapat merangsang kemotaktik sel lekosit PMN, yang mungkin mempengaruhi perkembangan gejalanya.

Mekanisme lengkap penghancuran sel epitel vagina yang diserang oleh Trichomonas vaginalis belum diketahui dengan pasti.

Pria yang mengandung Trichomonas vaginalis sebagian besar asimtomatik dan respon radang pada uretra pria biasanya tidak ditemukan. Hal ini berhubungan dengan epitel kuboid pada uretra. Trichomonas vaginalis dapat menginfeksi epitel skuamosa pada vagina tetapi hanya yang rentan saja.

Cara menghilangkan Trichomonas vaginalis dari saluran urogenital pria belum diketahui pasti, tetapi mungkin organisme hilang secara mekanik pada waktu buang air kecil dan adanya seng di dalam cairan normal prostat dapat dengan cepat membunuh trichomonas

PENULARAN
Trichomonas vaginalis menular melalui hubungan seksual meskipun masih diperdebatkan

Trichomonas vaginalis dapat hidup pada obyek yang basah selama 45 menit pada kloset duduk, kain lap pencuci badan, baju, air mandi dan cairan tubuh

Penularan perinatal terjadi kira-kira 5% dari ibu yang terinfeksi tetapi biasanya sembuh sendiri dengan metabolisme yang progresif dari hormon ibu

Infeksi Trichomonas vaginalis mempunyai masa inkubasi selama 4-21 hari

LABORATORIUM
Pemeriksaan mikroskop secara langsung
Dengan sediaan basah dapat ditemukan protozoa dengan 4-5 flagel dan ukuran 10-20 µm yang motil

Pada wanita metode ini mempunyai sensitifitas 50- 70% dan spesimen harus diambil dari vagina karena agen penyebab hanya menyerang epitel skuamosa

Pada pria cara penemuan Trichomonas vaginalis tidak selalu berhasil dan Trichomonas vaginalis dapat dideteksi dengan menggunakan sedimen urin

Cara lain menggunakan pewarnaan Gram, Giemsa, Papa-nicolaou, Periodic acid schiff, Acridine orange, Fluorescein, Neutral red dan Imunoperoxidase

Kultur
Teknik kultur menggunakan berbagai cairan dan media semi solid yang merupakan baku emas untuk diagnosis Biasanya dengan menggunakan medium Feinberg-Whittington memberikan hasil yang dapat dipercaya
Teknik kultur ini mempunyai sensitifitas kira-kira 97%

Metode serologi
Beberapa studi mengatakan bahwa uji serologis kurang sensitif daripada kultur atau pemeriksaan sediaan basah
Pada metode serologi ini dapat digunakan teknik ELISA, tes latex agglutination yang menggunakan antibodi poliklonal
Antigen detection immunoassay yang menggunakan antibodi
monoklonal dan nucleic acid base test

http://www.kalbe.co.id


Article in English:

Purpose: Definitive diagnosis of Trichomonas vaginalis in genital secretions because clinical symptoms and signs or cellular charateristics of the exudate are not reliable evidence of trichomonal infections in either sex.

Equipment and Materials required:
Light microscope
microscope slides and cover slip
0.85% Saline, isotonic

Quality Control:

Specimen Collection and Handling: Specimens are collected by the health care practitioner. Follow Universal Precautions

1. Using a sterile swab , collect vaginal or, prostatic fluid, urethral discharges or centrifuge a fresh urine sample from either sex.
2. Specimen is mixed with a drop of isotonic saline solution. Cover slip the mixture.
3. Transport slide directly to the laboratory for examination.

Reporting:
1. Examine the slide microscopically using the 10 x objective for scanning and the 40 or 45 objective for confirmation and count estimation.
2. Trophozoites of T. Vaginalis may be incredibly numerous or only a few may be found. Motile and non-motile flagellates may be present, resembling small WBCs and epithelial debris.
3. Organisms are large, 15 to 18.5 by 5-15 um., pyriform, flagellate exhibiting rapid and jerky motility ( in fresh samples only). The wave-like motion of the undulating membrane is often apparent. There is not cyst stage of this parasite.
4. Report as follows:
*Presence of T. vaginalis, crystals and yeast as : Observe several fields under high power (400X) Report the presence as: Rare or Occasional or Many

*WBC, RBC, Epithelial cells, Renal cells – report lowest to the highest number of each element found as range/ HPF. Example: WBC 0-5/HPF

*Casts- observe several fields under low power (100X) report the lowest to highest number of each type of case found as range /LPF, Example: Granular cast 0-5/LPF

Reference:
1.Current Medial Diagnosis & Treatment ,1997
2. Saunders Manual of Clinical Laboratory Science, Lehmann, 1998