Showing posts with label Parasitology. Show all posts
Showing posts with label Parasitology. Show all posts

Parasitology


Parasitologi mempelajari parasit, inangnya, dan hubungan di antara keduanya. Dengan kata lain ilmu yang mempelajari parasitisme.
Parasitisme : Hubungan timbal balik suatu spesies dengan spesies lain untuk hidup, satu jasad mendapat makanan / perlindungan, jasad lain dirugikan / dibunuh.
Parasitologi merupakan salah satu bidang studi biologi.
Parasitologi kedokteran : Salah satu bidang terbesar parasitologi, adalah studi sejumlah parasit yang menginfeksi manusia. Beberapa contoh : :
Plasmodium spp., organisme uniseluler yang menyebabkan malaria. 4 subtipe malaria adalah Plasmodium falciparum, P. malariae, P. vivax dan P. ovale.
Leishmania donovani, organisme uniseluler yang menyebabkan leishmaniasis organisme multiseluler jenis cacing seperti Schistosoma spp, Wuchereria bancrofti dan Necator americanus

Hospes = Induk semang / inang
Hospes Definitif : Parasit tumbuh & berkembang biak secara seksual
Hospes Perantara : Parasit tumbuh bentuk infektif siap ditularkan
Hospes Reservoar : Hewan yg mengandung parasit & sumber infeksi bagi manusia
Vektor : serangga penular penyakit

PARASITOS, juga dapat berarti : Jasad yg mengambil makanan, misal :
Zooparasit Protozoa = bersel satu (Protozoologi)
Metazoa Helminthes (Helminthologi)
Artropoda (Entomologi )
Fitoparasit
Bakteri
Fungus
Spirochaeta
Virus

Entamoeba histolytica


SEJARAH :
Losch, di Rusia (1875), ditemukan pada tinja seseorang yang terkena disentri. Organisme ini ditemukan di ulkus usus besar manusia.

Distribusi Geografik :
terdapat di seluruh dunia lebih sering di daerah Tropis ataupun Subtropis pada sanitasi lingkungan yang buruk
MORFOLOGI DAN SIKLUS HIDUP :
memperbanyak diri di usus besar, dari sebuah kista berkembang menjadi 8 trofozoit apabila tinja dalam usus besar padat, maka trofozoit menjadi kista & dikeluarkan bersama tinja, sementara apabila cair , pembentukan kista akan terjadi di luar tubuh.
Stadium Entamoeba histolytica :
Bentuk histolytika
Bentuk minuta
Bentuk kista.
Bentuk Histolitika :
Bentuk histolitika & minuta disebut trofozit. Histolika bersifat patogen & lebih besar dari minuta. Bentuk histolitika = 20 - 40 mikron, inti terdapat di dalam endoplasma. Bentuk histolitika ini dapat hidup dijaringan Usus besar, Hati, Paru, Otak, Kulit, & Vagina.
Bentuk Minuta :
adalah bentuk pokok ,tanpa bentuk minuta daur hidup tidak dapat berlangsung. Bentuk minuta = 10 - 20 mikron. Inti terdapat di endoplasma yang berbutir-butir.
Bentuk Kista :
dibentuk di rongga usus besar. bentuk kista = 10 - 20 mikron, berbentuk Bulat atau Lonjong, memiliki dinding kista & ada inti entameba. bentuk kista ini tidak patogen, tetapi dapat merupakan bentuk infektif.
GEJALA KLINIS
Amoebiasis Intestinal Sering tanpa gejala, tidak enak perut yang samar-samar Infeksi menahun dapat menimbulkan kolon yang irritable dan menurunnya berat badan. Amoebiasis Ekstra-Intestinalis terbanyak : amoebiasis hati, berupa abses hati disebabkan metastasis dari mukosa usus melalui aliran sistem portal. gejala: Demam berulang, disertai menggigil, sering ada rasa sakit di bahu kanan. Abses ini dapat meluas ke paru-paru disertai batuk & nyeri tekan Intercostal, dengan demam dan menggigil.
DIAGNOSA
Amoebiasis Kolon Akut
sindrom disentri disertai sakit perut (mules). Biasanya gejala diare.
Diagnosa : menemukan E.histolytica dalam tinja. Jika amoeba tidak ditemukan, pemeriksaan tinja perlu diulangi 3 hari berturut-turut. Reaksi serologi perlu dilakukan untuk menunjang diagnosis.
Amoebiasis Hati Berat Badan menurun, Badan terasa lemah, Demam, Tidak nafsu makan disertai pembesaran hati.
Radiologi : biasanya terdapat peninggian diagfragma.
CT scan : gambaran abses
Diagnosis : menemukan E.histolytica. Bila tidak ditemukan, perlu dilakukan pemeriksaan serologik.
TERAPI :
1. Metronidazole (obat pilihan utama) dewasa 2 gr / hari selama 3 hari
2. Emetin hidroklorida dewasa 65 mg / hari, anak dibawah 8 th 10 mg / hari, lama 4-6 hari
3. Klorokuin dewasa 1 gr / hari slm 2 hr, kemudian 500 mg sehari slm 2-3 minggu
4. Antibiotika : Tetrasiklin
PENCEGAHAN :
Mencuci tangan
Menghindari penggunaan handuk / kain wajah untuk bersama-sama
Minum air yang sudah dimasak
Mencuci sayuran/memasaknya sebelum dimakan.
Menutup dengan baik makanan yang dihidangkan.
Tidak menggunakan tinja manusia untuk pupuk.

Malaria Cerebral


DEFINISI
Malaria dalah penyakit infeksi parasit yang disebabkan oleh plasmodium yang menyerang eritrosit dan ditandai dengan ditemukannya bentuk aseksual didalam darah. Infeksi malaria memberikan gejala berupa demam, menggigil, anemia dan splenomegali. Dapat berlangsung akut maupun kronik. Infeksi malaria dapat berlangsung tanpa komplikasi ataupun mengalami komplikasi sistemik yang dikenal sebagai malaria berat.
Malaria serebral adalah suatu akut ensefalopati yang menurut WHO definisi malaria serebral memenuhi 3 kriteria yaitu koma yang tidak dapat dibangunkan atau koma yang menetap >30 menit setelah kejang disertai adanya P. Falsiparum yang dapat ditunjukkan dan penyebab lain dari akut ensefalopati telah disingkirkan.

EPIDEMIOLOGI
Malaria merupakan salah satu penyakit infeksi yang tersebar di seluruh dunia. Kira-kira lebih dua milyar atau lebih 40 % penduduk dunia hidup di daerah bayang-bayang malaria. Jumlah kasus malaria di Indonesia kira-kira 30 juta/tahun, angka kematian 100.000/ tahun.
Di Pakistan, selama 5 tahun dari tahun 1991-1995 terdapat 1620 pasien koma, 505 pasien dengan malaria serebral. Dimana didapatkan, kasus malaria serebral pada anak 64 % dan orang dewasa 36 %. Mortalitas pada anak 41 % dan orang dewasa 25 %.6 Di Nigeria, didapati 78 anak yang menderita malaria serebral, 16 penderita (20,5 %) meninggal dan 62 penderita (79,5 %) sembuh.

ETIOLOGI
Malaria adalah penyakit menular yang disebabkan oleh protozoa intraseluler dari genus plasmodium. Empat spesies dari plasmodium menyebabkan malaria pada manusia antara lain: Plasmodium falsiparum, Plasmodium vivax, Plasmodium ovale dan Plasmodium malariae.
Plasmodium falsiparum adalah infeksi yang paling serius dan yang sering memberi komplikasi malaria berat antara lain malaria serebral dengan angka kematian tinggi. Penyebab paling sering dari kematian khususnya pada anak-anak dan orang dewasa yang non-imun adalah malaria serebral.

PATOGENESIS
Infeksi parasit malaria pada manusia dimulai bila nyamuk anopheles betina menggigit manusia dan nyamuk akan melepaskan sporozoit ke dalam pembuluh darah dimana sebagian besar dalam waktu 45 menit akan menuju ke hati dan sebagian kecil sisanya akan mati dalam darah. Didalam sel parenkim hati, mulailah perkembangan aseksual (intrahepatic schizogony). Perkembangan ini memerlukan waktu 5,5 hari untuk plasmodium falciparum dan waktu 15 hari untuk plasmodium malariae. Pada P.vivax dan P.ovale, sebagian parasit dalam sel hati membentuk hipnozoit yang dapat bertahan sampai bertahun-tahun, dan bentuk ini yang akan menyebabkan relaps pada malaria.
Setelah berada dalam sirkulasi darah merozoit akan menyerang eritrosit dan masuk melalui reseptor permukaan eritrosit. Pada P.vivax, reseptor ini akan berhubungan dengan faktor antigen Duffy Fya atau Fyb. Hal ini menyebabkan individu dengan golongan darah Duffy negatif tidak terinfeksi malaria vivax. Reseptor untuk P.falciparum diduga suatu glycophorins, sedangkan pada P.malariae dan P.ovale belum diketahui. Dalam waktu kurang dari 12 jam, parasit berubah menjadi bentuk ring, pada P.falciparum berubah menjadi stereo-headphones, yang mengandung kromatin dalam intinya yang dikelilingi oleh sitoplasma. Parasit tumbuh setelah memakan hemoglobin dan dalam membentuk pigmen yang disebut hemozoin yang dapat dilihat secara mikroskopik. Eritrosit yang berparasit menjadi lebih elastik dan dinding berubah lonjong. Pada P.falciparum, dinding eritrosit membentuk tonjolan yang disebut knob yang pada nantinya penting dalam proses cytoadherens dan rosetting. Setelah 36 jam invasi ke dalam eritrosit, parasit berubah menjadi sizont, dan bila sizont pecah akan mengeluarkan 6-36 merozoit dan siap menginfeksi eritrosit yang lain. Siklus aseksual ini pada P.falciparum, P.vivax, dan P.ovale adalah 48 jam dan pada P.malariae adalah 72 jam.
Didalam darah sebagian parasit akan membentuk gamet jantan dan betina, bila nyamuk menghisap darah manusia yang sakit akan terjadi siklus seksual dalam tubuh nyamuk. Setelah terjadi perkawinan akan terbentuk zygote dan menjadi lebih bergerak menjadi ookinet yang menembus dinding perut nyamuk dan akhirnya akan membentuk oocyt yang akan menjadi masak dan akan mengeluarkan sporozoit yang akan bermigrasi ke kelenjar ludah nyamuk dan siap menginfeksi manusia.
Patogenesis dari malaria serebral masih belum memuaskan dan belum dimengerti dengan baik Patogenesis dari malaria serebral berdasar pada kelainan histologis. Eritrosit yang mengandung parasit (EP) muda (bentuk cincin) bersirkulasi dalam darah perifer tetapi EP matang menghilang dalam sirkulasi dan terlokalisasi pada pembuluh darah organ disebut sekuester. Eritrosit matang lengket pada sel endotel vaskular melalui knob yang terdapat pada permukaan eritrosit sehingga EP matang melekat pada endotel venula/ kapiler yang disebut sitoadherens. Kira-kira sepuluh atau lebih eritrosit yang tidak terinfeksi menyelubungi 1 EP matang membentuk roset. Adanya sitoadherens, roset, sekuester dalam organ otak dan menurunnya deformabilitas EP menyebabkan obstruksi mikrosirkulasi akibatnya hipolsia jaringan.

GAMBARAN KLINIS
Penderita malaria falsiparum yang non imun bila diagnosa terlambat, penundaan terapi, absorbsi gagal karena muntah-muntah, resisten OAM, dalam 3-7 hari setelah panas, dapat menuntun cepat masuk dalam koma. Keadaan akan memburuk cepat dengan nyeri kepala yang bertambah dan penurunan derajat kesadaran dari letargi, sopor sampai koma. Kesadaran menurun dinilai dengan GCS yang dimodifikasi 8 senilai dengan sopor dan anak-anak dinilai skor dari Balantere <>somnolen atau delir disertai disfungsi serebral.
Pada dewasa kesadaran menurun setelah beberapa hari klinis malaria dan anak-anak lebih pendek dibawah 2 hari. Lama koma pada dewasa umumnya 2-3 hari sedangkan anak-anak pulih kesadaran lebih cepat setelah mendapat pengobatan.
Pada kesadaran memburuk atau koma lebih dalam disertai dekortikasi, deserebrasi, opistotonus, tekanan intrakranial meningkat, perdarahan retina, angka kematian tinggi. Pada penurunan kesadaran penderita malaria serebral harus disingkirkan kemungkinan hipoglikemik syok, asidosis metabolik berat, gagal ginjal, sepsis gram negatif atau radang otak yang dapat terjadi bersamaan. Pada anak sering dijumpai tekanan intrakranial meningkat tetapi pada orang dewasa jarang.
Gejala motorik seperti tremor, myoclonus, chorea, athetosis dapat dijumpai, tapi hemiparesa, cortical blindness dan ataxia cerebelar jarang. Gejala rangsangan meningeal jarang. Kejang biasanya kejang umum juga kejang fokal terutama pada anak. Hipoglikemi sering terjadi pada anak, wanita hamil, hiperparasitemia, malaria sangat berat dan sementara dalam pengobatan kina. Hipoglikemi dapat terjadi pada penderita mulai pulih walaupun sementara infus dxtrose 5 %. Hipoglikemi disebabkan konsumsi glukosa oleh parasit dalam jumlah besar untuk kebutuhan metabolismenya dan sementara pengobatan kina. Kina menstimulasi sekresi insulin.
Malaria serebral sering sisertai dengan bentuk lain malaria berat. Pada anak sering terjadi hipoglikemi, kejang, dan anemi berat. Pada orang dewasa sering terjadi gagal ginjal akut, ikterus, dan udema paru. Biasanya suatu pertanda buruk, perdarahan kulit dan intestinal jarang. Sepsis dapat terjadi akibat infeksi karena kateter, infeksi nosokomial atau kemungkinan bakteremia. Bila terjadi hipotensi berat, kemungkinan disebabkan : sepsis gram negatif, udema paru, metabolik asidosis, perdarahn gastrointestinal, hipovolemi dan ruptur limpa.

LABORATORIUM
a. Pemeriksaan Mikroskopis
Pemeriksaan sediaan darah tebal dan hapusan darah tipis dapat ditemukan parasit plasmodium. Pemeriksaan ini dapat menghitung jumlah parasit dan identifikasi jenis parasit. Bila hasil Θ, diulangi tiap 6-12 jam.
b. QBC ( semi quantitative buffy coat)
Prinsip dasar: tes fluoresensi yaitu adanya protein plasmodium yang dapat mengikat acridine orange akan mengidentifikasikan eritrosit terinfeksi plasmodium. Tes QBC adalah cepat tapi tidak dapat membedakan jenis plasmodium dan hitung parasit.
c. Rapid Manual Test
RMT adalah cara mendeteksi antigen P. Falsiparum dengan menggunakan dipstick. Hasilnya segera diketahui dalam 10 menit. Sensitifitasnya 73,3 % dan spesifutasnya 82,5 %.
d. PCR (Polymerase Chain Reaction)
Adalah pemeriksaan biomolekuler digunakan untuk mendeteksi DNA spesifik parasit plasmodium dalam darah. Amat efektif untuk mendeteksi jenis plasmodium penderita walaupun parasitemia rendah.

DIAGNOSIS
Kriteria diagnosis malaria serebral
1. Penderita berasal dari daerah endemis atau berada di daerah endemis
2. Demam atau riwayat demam yang tinggi
3. Adanya manifestasi serebral berupa penurunan kesadaran dengan atau tanpa gejala
neurologis lain, sedangkan kemungkinan penyebab lain telah disingkirkan.
4. Ditemukan parasit malaria dalam sediaan darah tepi
5. Tidak ditemukan kelainan cairan serebrospinal yang berarti

DIAGNOSIS BANDING
1. Demam Tifoid. Mempunyai banyak persamaan dengan gejala-gejalanya. Masih bisa dibedakan dengan adanya gejala stomatitis dengan lidah tifoid yang khas, batuk-batuk, meterorismus, dan bradikardi relatif yang kadang-kadang ditemukan pada demam tifoid. Kultur darah untuk salmonella pada minggu pertama kadang-kadang bisa membantu diagnosis. Widal bisa positif mulai minggu kedua, dianjurkan pemeriksaan berulang pada titer yang masih rendah untuk membantu diagnosis. Kemungkinan adanya infeksi ganda antara malaria dan demam tifoid kadang-kadang kita temukan juga.
2. Septikemia. Perlu dicari sumber infeksi dari sistem pernapasan, saluran kencing, dan genitalia, saluran makanan dan otak.
3. Ensefalitis & Meningitis. Dapat disebabkan oleh bakteri spesifik maupun oleh virus. Kelainan dalam pemeriksaan cairan lumbal akan membantu diagnosis
4. Dengue Hemoragik Fever/ DSS. Pola panas yang berbentuk pelana disertai syok dan tanda tanda perdarahan yang khas akan membantu diagnosis walaupun trombositopenia dapat juga terjadi pada malaria palsifarum namun jarang sekali memberikan gejala perdarahan. Hematokrit akan membantu diagnosis.
5. Abses hati amubik. Hepatomegali yang sangat nyeri dan jarang sekali disertai ikterus dan kenaikan enzim SGOT dan SGPT akan membantu diagnosis. Fosfatase alkalis dan gamma GT kadang-kadang akan meningkat. USG akan membantu deteksi abses hati dengan tepat.

PENATALAKSANAAN

A. Tindakan Umum
Sebelum diagnosa dapat dipastikan melalui pemeriksaan darah malaria, beberapa tindakan perlu dilakukan pada penderita dengan dugaan malaria berat berupa tindakan perawatan di ICU yaitu:
1. Pertahankan fungsi vital: sirkulasi, kebutuhan oksigen, cairan dan nutrisi
2. Hindarkan trauma: dekubitus, jatuh dari tempat tidur
3. Hati-hati komplikasi: kateterisasi, defekasi, edema paru karena over hidrasi
4. Monitoring; temperatur, nadi, tensi, dan respirasi tiap ½ jam. Perhatikan timbulnya ikterus
dan perdarahan.
5. Monitoring: ukuran dan reaksi pupil, kejang dan tonus otot.
6. Baringkan /posisi tidur sesuai dengan kebutuhan
7. Pertahankan sirkulasi: bila hipotensi lakukan posisi trendelenburg, perhatikan warna dan
temperatur kulit
8. Cegah hiperpireksi
9. Pemberian cairan: oral, sonde, infus, maksimal 1500 ml bila tidak ada dehidrasi
10. Diet: porsi kecil dan sering, cukup kalori, karbihidrat dan garam
11. Perhatiksn kebersihan mulut
12. Perhatikan diuresis dan defekasi, aseptic kateterisasi
13. Kebersihan kulit: mandikan tiap hari dan keringkan
14. Perawatan mata: hindarkan trauma, tutup dengan kain/ gaas lembab
15. Perawatan anak: hati-hati aspirasi, hisap lendir sesering mungkin, letakkan posisi kepala
sedikit rendah, posisi dirubah cukup sering dan pemberian cairan dan obat harus hati-hati.

B. Pengobatan untuk Parasit Malaria
Pemberian obat anti malaria
1. Kina (Kina HCl)
Merupakan obat anti malaria yang sangat efektif untuk semua jenis plasmodium dan efektif sebagai Schizontocidal maupun Gametocydal. Dipilih sebagai obat utama untuk malaria berat karena masih berefek kuat terhadap P. falsiparum yang resisten terhadap klorokuin, dapat diberikan cepat (i.v) dan cukup aman.
2. Kinidin
Bila kina tidak tersedia maka isomernya yaitu kinidin cukup aman dan efektif sebagai anti malaria.
3. Klorokuin
Klorokuin masih merupakan OAM yang efektif terhadap P. Falsiparum yang sensitive terhadap klorokuin. Keuntungan tidak menyebabkan hipoglikemi dan tidak mengganggu kehamilan.
4. Injeksi kombinasi sulfadoksin-pirimetamin (Fansidar)
5. Derivat Artemisinin; merupakan obat baru yang memberikan efektifitas yang tinggi terhadap strain yang multi resisten.

C. Penanganan Komplikasi
1. Kejang; Kejang merupakan salah satu komplikasi dari malaria serebral. Penanganan/pencegahan kejang penting untuk menghindarkan aspirasi. Penanganan kejang:
○ Diazepam: i.v 10 mg; atau intra rektal 0,5-1,0 mg/ KgBB.
○ Paradelhid: 0,1 mg/ KgBB.
○ Klormetiazol (dipakai untuk kejang berulang-ulang)
○ Fenitoin: 5 mg/ KgBB i.v diberikan perlahan-lahan.
○ Fenibarbital: pemberian fenobarbital 3,5 mg/ KgBB (umur diatas 6 tahun) mengurangi terjadinya konvulsi.
2. Hipoglikemi; Bila kadar gula darah kurang dari 50 mg% maka:
○ Beri 500 ml Dekstrose 40 % i.v dilanjutkan dengan
○ Glukosa 10 % per infus 4-6 jam
○ Monitor gula darah tiap 4-6 jam, sering kadar gula berulang-ulang turun.
○ Bila perlu diberikan obat yang menekan produksi insulin seperti diazoxide, glukagon atau analog somatostatin.
3. Hiperpireksi; Hiperpireksi yang lama dapat menimbulkan kelainan neurologik yang menetap.
○ Menurunkan temperatur dengan pendinginan fisik: kipas angin, kompres air/es, selimut dingin dan perwawatan di ruangan yang sejuk.
○ Pemberian anti piretik: Parasetamol 15 mg/ KgBB atau aspirin 10 mg/ KgBB (kontraindikasi untuk kehamilan dan gejala perdarahan)
4. Anemi; Bila anemi whole blood atau packed cells.
5. Gangguan Fungsi Ginjal; serimg terjadi pada orang dewasa. Kelainan fungsi ginjal dapat bersifat pre renal, atau renal yaitu nekrosis tubuler. Gangguan pre-renal terjadi pada 50 % kasus sedangkan nekrosis tubuler hanya pada 5-10 % kasus. Bila oliguria tidak ditangani akan terjadi anuria. Tatalaksana bertujuan mencegah iskemi ginjal dengan mengatur keseimbangan elektrolit.
6. Hiperparasitemia; Exchange transfusion (transfusi ganti) terutama pada penderita parasitemia berat. Indikasi bila parasitemia > 5 % dengan komplikasi berat. Tapi transfusi ganti bukanlah tindakan mudah, dan perlu ada fasilitas screening darah. Darah yang dipakai berkisar 5-12 liter. Transfusi ganti memperbaiki anemi, mengembalikan faktor pembekuan darah, trombosit juga mengurangi toksin.

PROGNOSIS
Diagnosis dini dan pengobatan tepat prognosis sangat baik. Pada koma dalam, tanda-tanda herniasi, kejang berulang, hipoglikemi berulang dan hiperparasitemia risiko kematian tinggi. Juga prognosis tergantung dari jumlah dan berat kegagalan fungsi organ. Pada anak-anak dapat mengalami kecacatan.

sumber :
http://ratihastarida.wordpress.com/2010/04/14/malaria-cerebral/

Malaria

Malaria masih merupakan masalah kesehatan yang penting di Indonesia khususnya di luar Jawa dan Bali, tetapi akhir-akhir ini di Jawa terutama Jawa Tengah terjadi peningkatan kasus malaria. Lebih dari separo penduduk Indonesia hidup atau bertempat tinggal di daerah dengan transmisi malaria sehingga berisiko tertular malaria. Berdasarkan laporan dari Sub Direktorat Malaria Departemen Ksehatan RI, terjadi peningkatan kasus malaria dari 0,51 (1999) menjadi 0,60 per 100.000 penduduk pada tahun 2001. Meskipun telah dilakukan usaha-usaha pemberantasan malaria seperti penemuan kasus secara intensif, penyemprotan eradikasi vektor, penggunaan kelambu, insidens malaria terus meningkat. Salah satu penyebab peningkakatn kasus tersebut adalah akibat kasus malaria falciparum yang resisten terhadap chloroquine di Luar Jawa dan juga di Pulau Jawa, terbatasnya jumlah tenaga mikroskopik malaria yang berpengalaman di daerah endemik, baik di rumah sakit atau di klinik kesehatan, turut berperan dalam peningkatan kasus malaria yang tak terdiagnosis (underdiagnosis atau misdiagnosis). Di kota-kota besar yang umumnya non-endemik malaria, keterbatasan tenaga mikroskopik ini lebih parah lagi. Keterlambatan diagnosis malaria falciparum pada seorang yang non-imun perjalanan kliniknya bisa dengan cepat menjadi malaria berat dan menyebabkan kematian.

Diagnosis klinik


Gejala klinik ini dipengaruhi oleh jenis atau strain plasmodium, imunitas tubuh dan jumlah parasit yang menginfeksi. Malaria sebagai penyakit infeksi yang disebabkan oleh plasmodium mempunyai gejala utama demam. Diagnosis klinik merupakan pendekatan yang paling banyak digunakan tetapi hanya layak diterapkan di daerah perifer atau terpencil dimana pemeriksaan laboratorium untuk mendukung diagnosis klinis malaria tidak tersedia. Seorang dokter yang sudah lama tidak berhadapan dengan kasus malaria seperti dokter yang bekerja di rumah sakit di kota-kota besar (yang umumnya daerah non-endemik malaria) seringkali lupa untuk memasukkan malaria sebagai salah satu diagnosis banding pada pasien dengan demam. Mereka juga lupa atau jarang menanyakan apakah pasien demamnya mempunyai riwayat perjalanan ke daerah malaria, pernah tinggal di daerah malaria, atau pernah mendapat transfusi darah dsb. Sebagai contoh, kita sering mendengar bahwa seorang pasien malaria dianggap menderita penyakit lain (misdiagnosis) di rumah sakit di kota-kota besar dan tidak jarang bersifat fatal. Keluhan utama pasien malaria pada saat masuk rumah sakit pada dua buah rumah sakit di Sulawesi Utara berturut-turut adalah demam, sakit kepala, menggigil, pusing, mual, nyeri epigastrium, muntah, dan diare.
Untuk malaria tanpa komplikasi (malaria falciparum ringan atau malaria vivax), penyakit demam lain yang prevalens di suatu daerah yang sama misalnya demam tifoid, demam dengue, infeksi pernafasan akut, leptospirosis ringan, infeksi hanta virus, influenza dan penyakit infeksi lain dapat merupakan diagnosis bandingnya. Malaria falciparum berat harus difikirkan sebagai diagnosis banding pada seorang dengan demam, ikterus, gagal ginjal akut, perdarahan gusi, acute respiratory distress syndrom (ARDS), gangguan kesadaran (delirium sampai koma), sindrom sepsis, leptospirosis berat, febrile convulsion pada anak-anak dan sebagainya. Adanya faktor-faktor risiko tertular malaria merupakan anamnesis yang penting dalam membantu diagnosis pada seorang pasien yang dicurigai menderita malaria berat.

Diagnosis laboratorium

¤ Pemeriksaan mikroskopik konvensional malaria
Diagnosis konvensional dengan pemeriksaan mikroskopik sediaan malaria, darah tebal maupun tipis, untuk melihat parasit intraseluler dengan pengecatan Giemsa masih merupakan pilihan utama dan menjadi gold standard bagi tes diagnostik malaria lain. Dasar pemeriksaan ini adalah ditemukannya parasit Plasmodia dan karena itu merupakan cara untuk menegakkan diagnosis definitif malaria. Pemeriksaan sediaan malaria ini relatif murah, tetapi memerlukan tenaga mikrokopis yang terlatih khusus dan berpengalaman, serta waktu yang cukup lama untuk pengecatan maupun interpretasi hasilnya.
Sampai saat ini, pemeriksaan mikroskopik tetap merupakan tes diagnostik utama dalam program malaria termasuk di Indonesia. Jika dilakukan oleh tenaga terlatih serta memenuhi syarat-syarat tertentu seperti waktu pengambilan sampel yang tepat, volume darah yang diambil cukup dan kualitas preparat yang baik, pemeriksaan mikroskopik malaria ini mempunyai nilai sensitifitas tinggi. Jika dilakukan oleh tenaga yang berkemampuan tinggi, metoda ini dapat mendeteksi 5-10 parasit per uL darah tetapi pada umumnya 100 parasit per uL darah. Keuntungan lain metode ini adalah dapat mengetahui spesies, stadium maupun kepadatan parasit, tidak memerlukan peralatan canggih serta pemeliharaannya mudah.

¤ Pemeriksaan mikroskopik secara Quantitative Buffy Coat (QBC)
Metode QBC merupakan pemeriksaan cepat malaria yang berdasarkan pada pengecatan DNA parasit dengan acridine orange dan dilihat dengan mikroskop fluorescence. Disebut QBC karena parasit malaria yang dideteksi berada dalam lapisan buffy coat yang terbentuk setelah sentrifugasi darah dalam tabung kapiler yang dilapisi oleh acridine orange. Kelemahan metode ini adalah tidak dapat membedakan spesies plasmodium, tidak dapat untuk menghitung densitas parasit serta memerlukan peralatan mahal seperti alat sentifuge dan mikroskop fluorescence. Evaluasi nilai diagnostik QBC malaria untuk P. falciparum menunjukkan sensitifitas 100%, spesifisitas 83,6%, positive/negative predictive walue masing-masing 93,4% dan 100% dibandingkan sediaan darah tebal.

¤ Tes diagnostik cepat (Rapid Diagnostic Test)
Dalam dekade terakhir ini telah dikembangkan tes diagnostik cepat malaria (selanjutnya disebut TDC). Tes ini disebut cepat karena memerlukan waktu paling lama hanya 15 menit dibanding minimal 60 menit untuk pemeriksaan mikroskopik dihitung sejak pengambilan sampel. Studi evaluasi (performance test) TDC tersebut baik di lapangan atau di pusat-pusat pelayanan kesehatan telah dikerjakan di beberapa negara termasuk Indonesia. Gold standard dalam evaluasi tes diagnostik ini adalah pemeriksaan mikroskopik malaria atau dengan metoda polymerase chain reaction (PCR).
Cara kerja tes diagnostik cepat ini berdasarkan atas pendeteksian antigen-antigen yang terdapat dalam Plasmodium. Antigen-antigen yang menjadi target dari tes diagnostik cepat yang saat ini telah tersedia adalah sebagai berikut:
- Histidine-rich protein II (HRP-II), suatu protein yang larut dalam air yang disintesis oleh trofozoit dan gametosit muda dari P. falciparum. Tes ini diproduksi pertamakali dengan merk Parasight-F. Tes semacam ini juga dikenal dengan nama ICT Malaria Pf.
- Parasite lactate dehydrogenase (pLDH) yang diproduksi parasit malaria stadium aseksual maupun seksual. TDC yang tersedia saat ini dapat mendeteksi pLDH dari semua spesies Plasmodium. TDC dapat membedakan antara P. falciparum dari non-falciparum tetapi tidak dapat membedakan antara P. vivax, P. ovale dan P. malariae. TDC yang dibuat untuk mendeteksi antigen ini antara lain tes OptiMAL.
- Kombinasi antara antigen HRP-II dari P. falciparum dengan antigen pan-malarial yang terdapat pada semua 4 spesies. Tes dengan kemampuan deteksi kombinasi antigen ini dikenal dengan nama ICT Malaria Pf/Pv.
Semua tes diagnostik cepat malaria yang tersedia di pasaran saat ini dapat mendeteksi Plasmodium falciparum, penyebab utama malaria berat dan kematian akibat malaria. Hal ini karena TDC dapat mendeteksi antigen HRP-II atau ensim LDH parasit (pLDH) yang terdapat pada P. falciparum. Pada pasien dengan malaria falciparum berat, dapat terjadi sekuestrasi parasit sehingga parasit tidak selalu ditemukan di darah perifer, dan karena itu diagnosis infeksi P. falciparum dapat terlewatkan oleh pemeriksaan mikroskopik akibat tidak adanya parasit dalam sediaan darah tepi.
Evaluasi tes OptiMAL yang pertama dilakukan di Indonesia yaitu di Kabupaten Banjarnegara, Jawa Tengah pada saat terjadi outbreak malaria pada tahun 2002, menunjukkan nilai diagnostik yang hampir sama yaitu dengan sensitifitas, spesifisitas, nilai ramal positif dan negatif masing-masing 85,7%, 89,9%, 60% dan 89,3% untuk P. falciparum dan 92,7%, 96,1%, 95%.

Tatalaksana kasus malaria di Indonesia
Malaria ringan / tanpa komplikasi,
Tujuan utama pengobatan malaria ringan/tanpa komplikasi adalah untuk menghasilkan pengobatan radikal dengan obat antimalaria (OAM) standard sesuai kebijakan obat yang berlaku di suatu daerah. Diagnosis dini dan pengobatan segera (dikenal dengan EDAPT= early diagnosis and promt treatment) merupakan strategi penting dalam tatalaksana kasus malaria. Jika seorang dengan malaria falciparum mengalami recrudescence dalam evaluasi pengobatannya, maka terapi diganti dari lini I ke lini berikutnya dan selanjutnya (lihat tabel).


Tabel 1: Jenis obat antimalaria untuk kasus malaria ringan/tanpa komplikasi di Indonesia berdasarkan pemeriksaan jenis parasit secara mikroskopik


¤ ACT (Artemisinin Combination Therapy)
Artemisinin Combination Therapy (ACT) seperti kombinasi artemether atau artesunate (AS) dengan mefloquine telah digunakan sebagai terapi alternatif di daerah dengan multidrug resistance di beberapa negara di Asia Tenggara.

Tabel 2: Obat ACT yang sedang dikembangkan dan dievaluasi
Artesunate + amodiaquine
Artesunate + Sulfadoxin/pyrimethamine
Artesunate + choloroproquanil+dapsone
Artesunate + pyronaridine
Artesunate/dihydroartemisinin + piperaquine

Malaria berat / malaria dengan komplikasi
Malaria falciparum berat (severe falciparum malaria) adalah malaria yang paling bersifat fatal, dengan angka kematian berdasarkan laporan rumah sakit berkisar antara 10 sampai dengan 40%. Menurut WHO 1990, definisi malaria falciparum berat adalah infeksi P. falciparum bentuk aseksual dengan satu atau lebih gejala/tanda klinik sebagai berikut: malaria serebral, anemia berat (Hb <>3 mg%), edema paru (ARDS=acute respiratory distress syndrome), hipoglikemi (gula darah sewaktu <40> 2 x / 24 jam), asidosis (pH darah <> 5%, bilirubin total > 3 mg% atau hipertermia > 40 C. Prinsip EDAPT meliputi mencegah malaria falciparum ringan / tanpa komplikasi menjadi malaria berat, dan mencegah serta memperkecil angka kematian pada pasien malaria berat. Semakin dini pengobatan dimulai semakin baik prognosis pasien. Pengobatan OAM pada pasien dengan malaria berat harus secara parenteral. Sampai saat Quinine (kina) intravena / secara drip masih merupakan drug of choice untuk pasien malaria falciparum berat9,22. Pilihan lain yang sekarang direkomendasikan adalah OAM golongan artemisinin yairu Artemether yang diberikan sevara intra muskuler sehingga praktis untuk digunakan di Puskesmas dimana seringkali fasilitas untuk pemberian obat secara intravena tidak tersedia.


Problema resistensi terhadap obat anti malaria
Drug-resistant falciparum malaria merupakan problema utama dan serius di Asia Tenggara dan strain-strain tersebut umumnya resisten terhadap klorokuin, golongan anti asam folat, kina dan meflokuin. P. falciparum telah dilaporkan resistensi terhadap hampir semua OAM. Dalam beberapa tahun terakhir ini, telah diidentifikasi sejumlah gen pada P. falciparum yang dapat diasosiasikan dengan resistensi terhadap obat anti malaria. Gen pfmdr1 yang terletak pada kromosom 5 dan mengkode protein Pgh1 pada membran lisosom parasit dan gen pfcrt yang terletak pada kromosom 7, berasosiasi dengan resistensi terhadap chloroquine. Polimorfisme gen-gen pfmdr and pfcrt merupakan penanda molekuler (molecular marker) drug-resistant malaria. Gen-gen lain dhps dan dhfr mempunyai korelasi dengan resistensi in-vitro dan in-vivo terhadap sulfadoksin-pirimetamin (SP).
Resistensi terhadap OAM dapat dicegah atau paling tidak diperlambat. Karena itu, kasus malaria harus diobati secara adekuat dan tekanan selektif (selective pressures) -salah satu mekanisme terjadinya resistensi OAM- terhadap strain plasmodium harus diperkecil.
Daftar pustaka
Ferdinand JL, Suriadi G. Malaria di Indonesia. Dalam : Harijanto PN, ed. Malaria : epidemiologi, Patogenesis, Manifestasi Klinis dan Penanganan. Jakarta, Penerbit Buku EGC ; 2000 : 17 – 22.
Harijanto PN. Gejala Klinik Malaria. Dalam Harijanto PN (ed) Malaria, Epidemiologi, Patogenesis, Manifestasi Klinis dan Penanganan. Cetakan 1, EGC, Jakarta, 2000:151-64
Gasem, Muhammad Hussein. Diagnosis dan Penatalaksanaan Terkini Malaria. 2004. Simposium AIDS, Tuberculosis, dan Malaria: Universitas Diponegoro

TRICHROME STAIN PROCEDURE

PRINCIPLE

It is generally recognized that stained fecal films are the single most productive means of stool examination for intestinal protozoa. The permanent stained smear facilitates detection and identification of cysts and trophozoites and affords a permanent record of the protozoa encountered. Small protozoa, missed by wet mount examinations (of either unconcentrated or concentrated samples) are often seen on the stained smear. The Wheatley Trichrome technique for fecal specimens is a modification of Gomori’s original staining procedure for tissue. It is a rapid, simple procedure, which produces uniformly well-stained smears of the intestinal protozoa, human cells, yeast, and artifact material.

SPECIMEN

The specimens usually consist of fresh stool or stool fixed in PVA or MIF smeared on microscope slides and allowed to air dry or dry on a slide warmer at 60°C. Stool preserved in 10% -formalin or some of the one-vial fixatives can also be used.

REAGENTS

There are seven steps to this procedure, requiring the following solutions:
1. 70% Ethanol plus iodine: prepare a stock solution by adding iodine crystals to 70% alcohol until you obtain a dark solution. To use, dilute the stock with 70% alcohol until a dark reddish brown color or strong tea color is obtained.
2. 70% Ethanol
3. Trichrome Stain: may be purchased commercially
4. 90% Acid Ethanol
90% ethanol 99.5 ml
Acetic acid (glacial) 0.5 ml
5. 95% ethanol
6. 100% ethanol
7. Xylene or xylene substitute

QUALITY CONTROL

A control slide of a known protozoan such as Giardia spp. from a PVA preserved specimen should be included with each staining run. When the smear is thoroughly fixed and the stain is performed correctly, the cytoplasm of protozoan trophozoites will have a blue green color sometimes with a tinge of purple. Cysts tend to be slightly more purple. Nuclei and inclusions (chromatoid bodies, red blood cells, bacteria) and Charcot-Leyden crystals have a red color sometimes tinged with purple. Glycogen is dissolved by the solvents and appears as a clear area in the organism. The background material usually stains green providing a nice color contrast with the protozoa.

PROCEDURE
1. For PVA smears, place the slide in 70% ethanol plus iodine for 10 minutes. For other fixatives, follow the manufacturer's instructions. Omit the iodine step for preservatives that do not contain mercuric chloride.
2. Place slide in 70% Ethanol for 5 minutes.
3. Place in second 70% Ethanol for 3 minutes
4. Place in Trichrome stain for 10 minutes.
5. Destain in 90% ethanol plus acetic acid for 1 to 3 seconds.
6. Rinse several times in 100% ethanol.
7. Place in two changes of 100% ethanol for 3 minutes each.
8. Place in two changes of xylene or xylene substitute for 10 minutes.
9. Mount with coverslip using mounting medium (e.g., permount).
10. Examine the smear microscopically utilizing the 100× objective. Examine at least 200 to 300 oil immersion fields.

INTERPRETATION

The cytoplasm of organisms stains blue-green tinged with purple, whereas nuclear chromatin, chromatoid bodies, erythrocytes, and bacteria stain red or purplish-red. Background material will stain green to blue-green. Organisms undergoing degeneration take a pale stain, and incompletely fixed organisms may stain red. Yeasts and molds may stain either green or red. Cryptosporidium and Cyclospora oocysts are not satisfactorily stained in Trichrome smears and can easily be overlooked; sometimes they appear as “ghosts” in this stain, which can serve as a clue to their presence.

REFERENCE

Ash, Lawarence and Thomas Orihel. Atlas of Human Parasitology. ASCP. 4th Edition. 1997.

SCREENING FOR OCCULT BLOOD IN STOOL SPECIMENS


PRINCIPLE

Commercially prepared occult blood test slides provide a rapid qualitative method for detecting occult blood in the stool. The test is a simplified variation of the standard guiac test for occult blood. If occult blood is present hemoglobin comes in contact with the guiac-impregnated test paper. When hydrogen peroxide solution is added, a guiac peroxidase-like reaction occurs; when occult blood is present this reaction yields a visible blue color.

Refer to video in-service presentation, Hemoccult-Developing & Interpreting the Test, located at
www.beckman.com/customersupport/trainingeducation/pcdvideos.asp.

CLINICAL SIGNIFICANCE

Screening tests for fecal occult blood are intended for use as an aid in the diagnosis of asymptomatic gastrointestinal conditions such as colo-rectal cancer, ulcers, polyps, anemia and diverticulosis.

SPECIMEN

Hemoccult screening tests are requested on all patients of age 50 or older or per a medical provider’s instructions. It is recommended for screening that stool smears for testing be collected from three consecutive bowel movements since bleeding from gastrointestinal lesions may be intermittent. The occult blood screening test is performed on stool specimens smeared thinly on the two paper windows in the test slide. Hemoccult test kits are prepared in the laboratory and given to the patients at the time of their laboratory visit or when requested by their physician. Included in the occult blood test kit are:

Instruction Card (See sample below)
3 Occult Blood Test Cards
3 Wooden Sticks
3 Stool Collections Cups

The tests may be prepared and developed immediately in the health unit or prepared and held at room temperature, protected from heat and light, and sent to the laboratory for developing. (See PROCEDURE NOTES for additional information.)

PRECAUTION: Patient specimens and all materials coming into contact with them should be handled as if capable of transmitting infections and disposed of with proper precautions.

UNACCEPTABLE SPECIMENS

The following are considered unacceptable specimens:

· Unlabelled patient specimens.

· Test slides on which there is an excessive amount of stool so that the test performance monitors (See QUALITY CONTROL) cannot be read. Repeat tests should be requested in this case;

· Expired test slides or slides which have been exposed to excessive heat or light and have discolored so much that the performance monitors are not readable. Repeat tests need to be requested.

REAGENTS

Hemoccult (Smith Kline Diagnostics, Inc.) or Hemascreen (Immunostics, Inc.) or other commercially prepared slides are used for occult blood testing. These slides contain natural guiac impregnated into standardized, high quality filter paper. Supplied with the purchased slides is the developing solution, a stabilized mixture of hydrogen peroxide (less than 6%) and 75% denatured ethyl alcohol in aqueous solution.

PRECAUTION: If skin or eyes come into contact with developing solution, wash immediately with water. Do not ingest. Developing solution is flammable.

STORAGE REQUIREMENTS

· Occult Blood Test Slides should be stored at room temperature (15° - 30° C). Do not refrigerate or freeze; protect from excess heat, humidity and light. If not stored as recommended slides may discolor - turn blue - and lose sensitivity. Slides maintain sensitivity for three years after manufacture date. Do not use cards after expiration date.

· Developing Solution should be stored at room temperature (15° -30° C). Do not refrigerate or freeze. Solution remains stable for at least three years from date of manufacture. Do not use after expiration date.

CALIBRATIONS - N/A

QUALITY CONTROL

Before routine use, each lot number of test slides is tested with a hemolyzed, diluted blood sample (1 drop blood in 1ml water) to show a positive test result. This result and the results from the performance monitors (the +/-- control spots on each slide) are recorded in the Quality Control Record Book. Also, record the lot number and expiration date of every new box opened on the QC log sheet.
· The positive performance monitor contains a hemoglobin-derived catalyst, which, upon application of the developing solution, will turn blue within thirty seconds.

· The negative performance monitor contains no catalyst and should not turn blue upon application of the developing solution.

The performance monitors provide assurance that the guiac-impregnated paper and the developing solution are functional. The performance monitors are checked at the time each patient test is developed and read. It is important that the performance monitors be developed after the specimen to avoid inference or prejudice of test interpretation. If the performance monitors do not yield the proper reaction, the test is unacceptable and a repeat patient sample should be requested. A record of this action is recorded on the Quality Assurance Record.

TEST PROCEDURE

To develop the occult blood slide test:

1. Open the flap in back of the slide and apply two drops of developing solution to the guiac paper directly over each smear.

2. Read results after thirty seconds but before two minutes.

3. Apply one drop of developing solution between the positive and negative performance monitors.

4. Read results within 30 seconds. Correct results in the performance monitoring indicate the slides and the developing solution are functional. Always develop the test, read and interpret the results before adding developing solution to the performance standards. Any blue color originating from the performance standards should be ignored in interpreting the specimen test results.

CALCULATIONS – N/A

REFERENCE RANGE

This procedure is a qualitative screening for the presence of occult blood. Results are either:

Positive - Any visible blue color, which is an indication of the presence of occult blood in the stool specimen.

Negative - No blue color seen.

INTERPRETATION/REPORTING

Positive - Any trace of blue seen on or at the edge of the smears is positive for occult blood;

Negative - No blue color seen.

PROCEDURE NOTES

1. Product information indicates prepared slides should be tested within 8 days. Frequently labs receive without the specific dates of collection recorded by the patient. MED/LAB has conducted a study to demonstrate that occult blood slides yield acceptable results if testing was delayed. Six sets of slides were smeared with known negative and positive stool specimens. The slides were held at room temperature and tested at the intervals up to 50 days from date of smear preparation. See following table for results.

Test #1 (Positive) Test #2 (Negative) Performance Monitors
Positive / Negative
Day 1 + -- + / --
Day 10 + -- + / --
Day 15 + -- + / --
Day 20* + -- + / --
Day 45* + -- + / --
Day 50* + -- + / --

* Paper showed light blue discoloration but all results were readable.

Conclusion: Although patients are encouraged to return slides to the laboratory as soon as possible delays in development of the slide that are longer than 8 days do not appear to adversely affect the results of the test.

2. A special diet is omitted initially. If a patient has one or more positive tests in the initial series, the medical provider may request the patient should repeat the tests after following a special diet. A red meat free, high residue diet is recommended starting two days before testing and continuing through the test period. Raw fruits and vegetables which contain peroxidase-like substances (turnips, broccoli, horseradish cantaloupe, radishes, etc.) should be avoided during the test period.

LIMITATIONS

1. Individuals suffering from color blindness should not interpret this test.

2. Results obtained with the occult blood slides are designed for preliminary screening only and are not intended to replace diagnostic procedures such as barium enema, proctosigmoidoscopic exam or other studies. The test should not be considered as conclusive evidence for the presence or absence of gastrointestinal bleeding or pathology.

3. Some oral medications (e.g. aspirin, indomethacin, phenylbutazone, corticosteroids, reserpine) can cause G.I. irritation and occult bleeding in some patients. These substances may need to be discontinued two days prior to and during testing, as recommended by the patient’s physician.

4. Ascorbic acid in excess of 250 mg/day may cause false negative results.

5. Therapeutic dosages of iron can yield false positive fecal occult blood test reactions. Use of iron preparations should be suspended before and during testing for fecal occult blood.

REFERENCES

1. HEMASCREEN Package Insert, Immunostics, Inc. Revised 12/95.

2. HEMOCCULT Package Insert, Smith Kline Diagnostics, Inc., December, 1994.

THICK AND THIN BLOOD SMEARS FOR DETECTION OF MALARIA, BABESIA, AND OTHER BLOOD PARASITES

PRINCIPLE

Preparation of thick and thin blood smears, appropriate staining procedure and detection and identification of hemo-parasites are crucial to clinical diagnosis of many parasitic diseases. These include species of malaria, trypanosomes, babesias and microfilariae of filarial nematodes. On properly prepared smears hemo-parasites can be identified on the basis of their morphologic features.

CLINICAL SIGNIFICANCE

Malaria infection is the most widespread, fatal human parasitic disease. All of the parasites infecting human blood can cause significant disease and prompt identification and treatment are necessary.

SPECIMEN

1. SLIDE PREPARATION: For making blood smears, use 3” x 1” slides with a frosted end to be used for patient identification. Slides must be free of scratches, grease, dust, and acid or alkali contamination. The recommended procedure is to use new slides, wash them individually in a solution of warm water and detergent with a soft brush or cloth, rinse thoroughly in distilled water, let drain briefly on a clean towel, dip in 100% Reagent Alcohol and dry with lint-free cloth or lens paper. Store cleaned slides in a closed container to protect from dust. Handle slides by the edges to avoid fingerprints.

PRECAUTION: Gloves should be worn throughout procedure. Patient specimens and all materials coming into contact with them should be handled as if capable of transmitting infections and disposed of with proper precautions.

2. FINGER PRICK PROCEDURE: Capillary blood is preferred to venous blood. Use the tip of the middle or “ring” finger. The skin area to be punctured should be warm so that blood flow will be adequate. Depending on the physical setting and the patient’s condition, warming the hand in warm water, covering the hand with a hot, wet towel, or briskly rubbing the hand may be used to warm the hands prior to the finger stick. Dry skin thoroughly and prior to performing the finger stick use an alcohol wipe to cleanse the finger; rub dry with a piece of gauze. Perform a finger stick using a sterile lancet. Use the gauze to wipe away the first drop of blood. Allow the blood to well up in a large drop. Gentle pressure may be used on the finger if needed.

3. Prepare at least two thin and two thick smears on separate slides. (Combination thick/thin smears are not recommended for diagnostic use although may be used for field screening use or to prepare slides for educational purposes.)

4. LABEL ALL SLIDES WITH THE PATIENT NAME, DATE AND TIME OF COLLECTION.

5. FOR THICK FILMS:
Touch the slide to the drop of blood. Use the corner of another clean slide to spread the drop of blood evenly, with a circular motion, until the drop is about the size of a dime (about 18mm in diameter) and of such a density that fine print can just be read through it. Two drops may be put on one slide.

6. FOR THIN FILMS:
Place one drop (approximately 0.50 ml) of blood near one end of a clean microscope slide. Hold a second slide at a 30° angle and immediately draw into the drop of blood. Allow the blood to spread almost to the width of the slide; rapidly and smoothly push the spreader slide to the opposite end of the slide, pulling the blood behind it.

Note: A properly prepared thin film is thick at one end and thin at the other. The thin, feathered end of the film should be centrally located on the slide with free margins on both sides; the feathered edge should be only one layer thick. Streaks in the blood film indicate dirt on the slides; holes indicate the presence of grease on the slide.

7. FOR COMBINATION THICK/THIN FILMS:
Combination thick/thin smears are not recommended for diagnostic use because of the amount of time that must be allowed for drying the thick smear before the smears can be stained. The combination film may be used for field screening use or to prepare slides for educational purposes.

Make a thin smear first on about 2/3 of the slide and then make a thick smear. Leave a space between the two smears so that the thin smear can be fixed.

8. After the collection of the specimen, pressure should be applied to the puncture site with sterile cotton or gauze until bleeding stops. Apply a bandage strip to the site.

9. DRYING OF BLOOD FILMS: Films should be allowed to dry in a horizontal position at room temperature. Protect smears from dust, insects or other contaminants. Thin smears will dry and be ready to fix and stain in about 15 minutes. Thick smears should dry several hours or overnight. Thick smears must be thoroughly dry to ensure that the smear does not wash off during staining. Combination thick/thin smears should be treated the same as a thick smear.

REAGENTS

Wright (Wright-Giemsa) Stain
Used in hematology, this stain is not optimal for blood parasites. It can be used if rapid results are needed, but should be followed up when possible with a confirmatory Giemsa stain, so that Schüffner’s dots can be demonstrated.

Giemsa Stain

1. Methanol

2. Giemsa Stain- Azure B (Certified) or Wright-Giemsa Stain

3. Stock Buffers:

A. Alkaline Buffer:
Disodium hydrogen phosphate-anhydrous (Na2HPO4) - 9.5gm
Distilled Water - 1000.0ml
Store at room temperature in a tightly capped container.

B. Acid Buffer
Sodium dihydrogen phosphate-monohydrate (NaH2PO4· H2O) - .9.2gm
Distilled Water - 1000.0ml
Store at room temperature in a tightly capped container.

4. STOCK SOLUTION OF TRITON X-100
10% aqueous solution. Store tightly stoppered at room temperature.

5. WORKING BUFFERS
A. Working Buffer for Thin Smears or combination thick/thin smears
Stock acid buffer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39.0ml
Stock alkaline buffer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .61.0ml
Distilled Water . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 900ml
Add 1 ml of the stock TRITON X-100 10% aqueous dilution per 1000mls
Buffer solution. (Final concentration = 0.01% Triton X-100.)
Adjust pH of Buffer to 6.8 -- 7.0.

B. Working Buffer for Thick Smears
Stock acid buffer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39.0ml
Stock alkaline buffer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .61.0ml
Distilled Water . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 900ml
Add 10 mls of the stock TRITON X-100 10% aqueous dilution per 1000 mls buffer solution. (Final concentration = 0.1% Triton X-100.)
Adjust pH of Buffer to 6.8 -- 7.0.

CALIBRATION

1. pH Meter--Calibration of the pH meter is done before each use (if available).

2. Ocular Micrometer--An ocular micrometer is recommended for measuring parasite size. The ocular micrometer is calibrated with a stage micrometer and the adjustment factors are posted on each microscope.

QUALITY CONTROL

Smears, which are positive for hemo-parasites may not always be available. A blood smear, thick and/or thin, is run once each month or with each staining procedure if done less often than once each month. The blood smear does not have to be positive for blood parasites. Good color differentiation of red and white cells is an indication of a good quality stain.

Results of Q.C. smears for blood parasites are recorded on the QC Record Sheet for Giemsa Staining. This record is maintained in the QC Log Book.

STAINING PROCEDURE

A. Thin Blood Smears
1. Fix smears in absolute methanol. Slides may be briefly dipped in a coplin jar or while holding slide at an angle, methanol can be dropped on the smear. Allow to air dry completely.

2. Prepare the working stain solution. Add 1 ml of stock Giemsa or Wright-Giemsa to 19 mls of Working Buffer for Thin Smears. Place the smear side down in a petri dish or other tray with a low edge. Rest the end of the slide on an applicator stick or the edge of the pan. Flood the stain underneath the slide and stain for 20 minutes. This method minimizes stain precipitate and debris on the stained smear. (Time and dilution can be adjusted as necessary for proper staining reactions.)

3. Wash briefly by gently rinsing or dipping in and out of a jar of working buffer for thin smears.

4. Allow slides to air-dry in a vertical position.

B. Thick Blood Smears
1. Blood films must be thoroughly dry. Dry for several hours or overnight. Do not dry in an incubator or by exposure to heat as this will fix the blood cells and interfere with lysing the red blood cells prior to staining. DO NOT FIX SLIDES IN METHANOL.

2. Place slides in a coplin jar of tap water for 1-2 minutes. This will lyse the red cells on the smear.

3. Prepare the working stain solution. Add 1 ml of stock Giemsa or Wright-Giemsa to 19 mls of Working Buffer for Thick Smears. Place the smear side down in a petri dish or other tray with a low edge. Rest the end of the slide on an applicator stick or the edge of the pan. Flood the stain underneath the slide and stain for 20 minutes. This method minimizes stain precipitate and debris on the stained smear. (Time and dilution can be adjusted as necessary for proper staining reactions.)

4. To rinse the smear, immerse in a coplin jar of working buffer for thick smears for 3 to 5 minutes.

5. Air dry in a vertical position.

C. For Combination Thick/Thin Smears

1. Blood films must be thoroughly dry. Dry for several hours or overnight. Do not dry in an incubator or by exposure to heat as this will fix the blood cells and interfere with lysing the red blood cells prior to staining.

2. Dip the thick portion of the smear in tap water for 1-2 minutes. Do not allow any water to get on the thin smear portion. Air-dry the smear.

3. Hold the slide with the thin portion down and drop methanol onto the smear. Allow alcohol to drain off and air dry. Smear must be completely dry before staining.

4. Prepare the working stain solution. Add 1 ml of stock Giemsa or Wright-Giemsa to 19 mls of Working Buffer for Thin smears. Place the smear side down in a petri dish or other tray with a low edge. Rest the end of the slide on an applicator stick or the edge of the pan. Flood the stain underneath the slide and stain for 20 minutes. This method minimizes stain precipitate and debris on the stained smear. (Time and dilution can be adjusted as necessary for proper staining reactions.)

5. To rinse the smear, immerse in a coplin jar of Working Buffer for Thin Smears for 3 to 5 minutes.

6. Allow slide to air dry in a vertical position with the Thick film down.

MICROSCOPIC READING OF SMEARS FOR HEMO-PARASITES

If microfilariae are suspected, scan both thick and thin smears entirely on the low power objective. Use higher power objectives to identify any parasites found.

Smears for Plasmodium species, Babesia species, Trypanosomes are read with the oil immersion (100X) objective. The entire Thick Smear should be examined; a minimum of 300 fields are read before a thin smear may be reported as negative.

Use reference materials available in the lab to identify any parasites found. If parasites are present, carefully study the morphology to determine:
· Stages found
· Size and shape of infected RBC’s
· Presence of schuffner’s dots
· Appearance of parasite cytoplasm
· Color of pigment (malaria)
· Number of merozoites in schizonts (malaria)
· Indicate the relative number of parasites seen as rare, few, moderate or many
Determine the species is possible.

QUANTIFICATION OF PARASITES

In some cases (especially malaria) quantification of parasites yields clinically useful information. If this information is needed by the physician, malaria parasites can be quantified against blood elements such as RBCs or WBCs.
To quantify malaria parasites against RBCs, count the parasitized RBCs among 500-2,000 RBCs on the thin smear and express the results as % parasitemia.
% parasitemia = (parasitized RBCs/total RBCs) × 100
If the parasitemia is high (e.g., > 10%) examine 500 RBCs; if it is low (e.g., <1%) blood="(parasites/WBCs)">

Diagnostic Procedures for Stool Specimens

Microscopic Examination


Calibration of Microscopes Using an Ocular Micrometer:

A correctly calibrated microscope is crucial because size is an important characteristic for identification of parasites. This section assumes that an ocular micrometer disk has been installed in one of the oculars and that a stage micrometer is available for calibrating the ocular micrometer. This calibration should be done for each of the microscope's objectives.

Place the stage micrometer on the microscope stage and focus on the micrometer scale, until you can distinguish between the large (0.1 mm) and the small (0.01 mm) divisions of the scale. Adjust the stage micrometer so that the "0" line on the ocular micrometer is superimposed with the "0" line on the stage micrometer. Without changing the stage adjustment, find a point as distant as possible from the two superimposed "0" lines where two other lines are also exactly superimposed. Determine the number of ocular micrometer spaces, as well as the number of millimeters on the stage micrometer, between the two points of superimposition.

For example: Suppose 48 ocular micrometer spaces (units) equal 0.6 mm. Calculate the number of mm/ocular micrometer space.

0.6 mm × 48 ocular micrometer spaces = 0.0125 mm/ocular micrometer space

Since most measurements of microorganisms are given in µm rather than mm, the value calculated above must be converted to µm by multiplying it by 1000 µm/mm.

For example:
0.125 mm ocular space × 1000 µm/mm = 12.5 µm/ocular micrometer space

Thus in this case, 1 ocular micrometer space (unit) is the equivalent of 12.5 µm.

Follow the above steps for each objective. Calibration readings should be posted on each microscope and the microscope should be recalibrated after every cleaning or changing of objectives or oculars.


Before preparing a wet mount slide, the microscope should be calibrated. The objectives and oculars used for the calibration procedure should be used for all measurements on the microscope. The calibration factors should always be posted on the side of the microscope.

Protozoan trophozoites, cysts, oocysts, and helminth eggs and larvae may be seen and identified using a wet mount identification technique. To prepare a wet mount, obtain a microscope slide and the stool specimen. Take a small amount of the specimen and place it on a microscope slide. If the stool specimen is still somewhat solid, add a drop or two of saline to the specimen and mix. Ideally, two smears can be prepared on one slide, of which one can be stained with iodine. Thickness of the wet mount should be as the image below illustrates.
If desired the coverslip(s) can be sealed. A preparation of petroleum jelly and paraffin in a 1:1 ratio can be applied with a cotton tip swab as illustrated. It must be heated to approximately 70°C to both mix and use. Sealing the coverslip keeps organisms from moving when using oil immersion objectives and prevents the preparation from drying out. To seal, secure the four corners by placing a drop of hot sealant to anchor the coverslip. Spread a thin layer around the edges. Other suitable sealing preparations can be used if desired.

Systematically scan the entire coverslip area using the 10× objective as illustrated. If something suspicious is seen, a higher magnification may be necessary.
CAUTION: Bringing high power objectives too near the edge of the slide will result in the sealant smearing the objective and interfering with the optors.
Permanent stained slides are used for identification of protozoan trophozoites and cysts and for confirmation of species. It also permits consultation reference and diagnosis when needed as well as providing a permanent record of organism(s) observed. The microscope should be calibrated before examination begins. Positive microscope slides as well as reference material (plates, photographs, digital images) should be available by the workstation to compare morphological details and organisms. Refer to the staining section of stools for additional information regarding which stains to use.
Normally 3 × 1 slides are used to prepare permanent stained slides. If the specimen is unpreserved, prepare a thin, even smear of the material by streaking the material back and forth on the slide with an applicator stick. If necessary dilute feces with saline. For PVA fixed specimens, apply two or three drops of the specimen to the slide and with a rolling motion or an up and down dabbing motion spread the specimen evenly to cover an area roughly the size of a 22 by 22 mm coverslip. For other fixatives, check manufacturers instructions.
After the staining process is complete, systematically examine the smear microscopically utilizing the 100× oil objective. Examine at least 200 to 300 oil immersion fields. Report protozoa seen as either trophozoites and/or cysts as applicable.
The demonstration of Cyclospora oocysts in wet preparations is greatly enhanced by using UV fluorescence microscopy. Despite the age of the specimen or sample, Cyclospora oocysts exhibit intense blue color when observed under a fluorescence microscope (UV excitation filter set at 330-365 nm). If this filter set is not available, a less intense green fluorescence can be obtained with blue excitation (450-490 nm). Under bright-field (differential interference contrast or DIC) microscopy, Cyclospora oocysts appear as refractile spheres (8-10 µm) with a distinct oocyst wall. The utilization of both bright-field (DIC) and fluorescence microscopy provides an efficient and reliable approach to diagnosis. However, it does not provide a permanent stained slide that can be archived.

Trichomonas vaginalis / Wet prep test



Trikomoniasis dan Penatalaksanaannya

AM Adam, Hardy Suwita
SMF Kulit dan Kelamin RSUD Lambuang Baji, Makassar

Trikomoniasis adalah infeksi Trichomonas vaginalis yang merupakan protozoa patogen pada saluran genito-urinaria manusia. Berbagai macam gejala klinis dapat ditemukan baik pada wanita maupun pria dan diagnosis pasti adalah dengan menemukan organisme ini. Hingga saat ini metronidasol masih merupakan obat pilihan untuk trikomoniasis.

ETIOLOGI Trikomonas adalah suatu organisme eukaryotik yang termasuk kelompokmastigophora, mempunyai flagel, dengan ordo trichomonadida. Terdapat lebih dari 100 spesies, sebagian besar trichomonas merupakan organisme komensal pada usus mamalia dan burung. Terdapat 3 spesies yang sering ditemukan pada manusia yaitu Trichomonas vaginalis yang merupakan parasit pada saluran genitourianaria, Trichomonas tenax dan Pentatrichomonas hominis merupa-kan trichomonas non patogen yang ditemukan di rongga mulut untuk Trichomonas tenax dan usus besar untuk Pentatrichomonas
hominis .

Nama Trichomonas vaginalis sebenarnya salah, karena juga ditemukan di uretra wanita dan tidak jarang ditemukan di uretra pria.

Organisme ini berbentuk oval atau fusiformi, atau seperti buah pir dengan panjang rata-rata 15 mm dengan tanda khas selalu berpindah tempat. Intinya terletak anterior, antara inti dan permukaan ujung yang lebih luas terdapat 1 atau lebih struktur yang membulat yang disebut blepharoplasts dan dari tempat inilah keluar keempat flagel. Flagel kelima berbentuk membran bergelombang yang berasal dari kompleks kinetosomal dan terbentang sepanjang setengah dari organisme ini

Pergerakannya dengan kedutan yang didorong oleh keempat flagel anterior, kecepatan dan aktivitas hentakannya yang khas menyebabkan organisme ini mudah diidentifikasi pada sediaan segar.

Trichomonas vaginalis tumbuh di lingkungan yang basah dengan suhu 35-37º C dengan pH antara 4,9-7,5

Trichomonas vaginalis tidak menyerang jaringan di sebelah bawah dinding vagina, ia hanya ada di rongga vagina; sangat jarang ditemui di tempat lain. Lingkungan vagina sangat disukai oleh organisme ini

Trichomonas vaginalis dapat menimbulkan reaksi radang pada rongga vagina yang didominasi oleh sel lekosit polymorphonuclear (PMN). Trichomonas vaginalis dan ekstraknya dapat merangsang kemotaktik sel lekosit PMN, yang mungkin mempengaruhi perkembangan gejalanya.

Mekanisme lengkap penghancuran sel epitel vagina yang diserang oleh Trichomonas vaginalis belum diketahui dengan pasti.

Pria yang mengandung Trichomonas vaginalis sebagian besar asimtomatik dan respon radang pada uretra pria biasanya tidak ditemukan. Hal ini berhubungan dengan epitel kuboid pada uretra. Trichomonas vaginalis dapat menginfeksi epitel skuamosa pada vagina tetapi hanya yang rentan saja.

Cara menghilangkan Trichomonas vaginalis dari saluran urogenital pria belum diketahui pasti, tetapi mungkin organisme hilang secara mekanik pada waktu buang air kecil dan adanya seng di dalam cairan normal prostat dapat dengan cepat membunuh trichomonas

PENULARAN
Trichomonas vaginalis menular melalui hubungan seksual meskipun masih diperdebatkan

Trichomonas vaginalis dapat hidup pada obyek yang basah selama 45 menit pada kloset duduk, kain lap pencuci badan, baju, air mandi dan cairan tubuh

Penularan perinatal terjadi kira-kira 5% dari ibu yang terinfeksi tetapi biasanya sembuh sendiri dengan metabolisme yang progresif dari hormon ibu

Infeksi Trichomonas vaginalis mempunyai masa inkubasi selama 4-21 hari

LABORATORIUM
Pemeriksaan mikroskop secara langsung
Dengan sediaan basah dapat ditemukan protozoa dengan 4-5 flagel dan ukuran 10-20 µm yang motil

Pada wanita metode ini mempunyai sensitifitas 50- 70% dan spesimen harus diambil dari vagina karena agen penyebab hanya menyerang epitel skuamosa

Pada pria cara penemuan Trichomonas vaginalis tidak selalu berhasil dan Trichomonas vaginalis dapat dideteksi dengan menggunakan sedimen urin

Cara lain menggunakan pewarnaan Gram, Giemsa, Papa-nicolaou, Periodic acid schiff, Acridine orange, Fluorescein, Neutral red dan Imunoperoxidase

Kultur
Teknik kultur menggunakan berbagai cairan dan media semi solid yang merupakan baku emas untuk diagnosis Biasanya dengan menggunakan medium Feinberg-Whittington memberikan hasil yang dapat dipercaya
Teknik kultur ini mempunyai sensitifitas kira-kira 97%

Metode serologi
Beberapa studi mengatakan bahwa uji serologis kurang sensitif daripada kultur atau pemeriksaan sediaan basah
Pada metode serologi ini dapat digunakan teknik ELISA, tes latex agglutination yang menggunakan antibodi poliklonal
Antigen detection immunoassay yang menggunakan antibodi
monoklonal dan nucleic acid base test

http://www.kalbe.co.id


Article in English:

Purpose: Definitive diagnosis of Trichomonas vaginalis in genital secretions because clinical symptoms and signs or cellular charateristics of the exudate are not reliable evidence of trichomonal infections in either sex.

Equipment and Materials required:
Light microscope
microscope slides and cover slip
0.85% Saline, isotonic

Quality Control:

Specimen Collection and Handling: Specimens are collected by the health care practitioner. Follow Universal Precautions

1. Using a sterile swab , collect vaginal or, prostatic fluid, urethral discharges or centrifuge a fresh urine sample from either sex.
2. Specimen is mixed with a drop of isotonic saline solution. Cover slip the mixture.
3. Transport slide directly to the laboratory for examination.

Reporting:
1. Examine the slide microscopically using the 10 x objective for scanning and the 40 or 45 objective for confirmation and count estimation.
2. Trophozoites of T. Vaginalis may be incredibly numerous or only a few may be found. Motile and non-motile flagellates may be present, resembling small WBCs and epithelial debris.
3. Organisms are large, 15 to 18.5 by 5-15 um., pyriform, flagellate exhibiting rapid and jerky motility ( in fresh samples only). The wave-like motion of the undulating membrane is often apparent. There is not cyst stage of this parasite.
4. Report as follows:
*Presence of T. vaginalis, crystals and yeast as : Observe several fields under high power (400X) Report the presence as: Rare or Occasional or Many

*WBC, RBC, Epithelial cells, Renal cells – report lowest to the highest number of each element found as range/ HPF. Example: WBC 0-5/HPF

*Casts- observe several fields under low power (100X) report the lowest to highest number of each type of case found as range /LPF, Example: Granular cast 0-5/LPF

Reference:
1.Current Medial Diagnosis & Treatment ,1997
2. Saunders Manual of Clinical Laboratory Science, Lehmann, 1998