analis laboratorium kesehatan

Warna urin

Nilai normal: kekuningan jernih
Dalam keadaan normal, warna urin pagi (yang diambil sesaat setelah bangun pagi) sedikit lebih gelap dibanding urin di waktu lainnya. Perubahan warna urin dapat terjadi karena beberapa hal.
Hitam: baru mengkonsumsi tablet besi (ferri sulfat), sedang minum obat parkinson (levodopa), methemoglobunuria.
Biru: mengkonsumsi obat antidepresi (amitriptilin), antibiotik saluran kemih (nitrofurantoin), atau karena infeksi Pseudomonas pada saluran kemih.
Coklat: gangguan fungsi ginjal, mengkonsumsi antibiotik (sulfonamid atau metronidazol), dan konsumsi obat parkinson (levodopa).
Kuning gelap (seperti teh): hepatitis fase akut, ikterus obstruktif, kelebihan vitamin B2 / riboflavin, antibiotika (nitrofurantoin dan kuinakrin).
Oranye-merah: dehidrasi sedang, demam, konsumsi antikoagulan oral, trauma ginjal, konsumsi deferoksamin mesilat, rifampisin, sulfasalazin, laksatif (fenolftalein).
Hijau: infeksi bakteri, kelebihan biliverdin, konsumsi vitamin tertentu.
Bening (tidak berwarna sama sekali): terlalu banyak minum, sedang minum obat diuretik, minum alkohol, atau diabetes insipidus.
Seperti susu (disebut juga chyluria): filariasis atau tumor jaringan limfatik.

Berat jenis
Nilai normal: 1.003 s/d 1.030 g/mL
Nilai ini dipengaruhi sejumlah variasi, antara lain umur. Berat jenis urin dewasa berkisar pada 1.016-1.022, neonatus (bayi baru lahir) berkisar pada 1.012, dan bayi antara 1.002 sampai 1.006.
Urin pagi memiliki berat jenis lebih tinggi daripada urin di waktu lain, yaitu sekitar 1.026.
Abnormalitas:
Berat jenis urin yang lebih dari normal menunjukkan gangguan fungsi ginjal, infeksi saluran kemih, kelebihan hormon antidiuretik, demam, diabetes melitus, diare / dehidrasi.
Berat jenis urin yang kurang dari normal menunjukkan gangguan fungsi ginjal berat, diabetes insipidus, atau konsumsi antibiotika (aminoglikosida).

pH
Nilai normal: 5.0-6.0 (urin pagi), 4.5-8.0 (urin sewaktu)
pH lebih basa: habis muntah-muntah, infeksi atau batu saluran kemih, dan penurunan fungsi ginjal. Dari faktor obat-obatan: natrium bikarbonat, dan amfoterisin B.
pH lebih asam: diet tinggi protein atau diet tanpa kalori, diabetes melitus, asidosis tuberkulosis ginjal, dan fenilketonuria. Dari faktor obat-obatan: diazoksid dan vitamin C.

Glukosa
Nilai normal: negatif
Di Indonesia, glukosa urin biasanya diuji secara semikuantitatif dengan uji reduktor (Benedict).

Pemeriksaan Benedict ini sebenarnya ditujukan untuk mendeteksi adanya glukosa, asam homogentisat, dan substansi reduktor lainnya (misalnya vitamin C) dalam urin; sesuai dengan mekanisme reaksi yaitu reduksi tembaga sulfat. Asam homogentisat bisa ada dalam urin dalam jumlah besar pada individu dengan gangguan metabolisme asam amino alkohol (fenilalanin dan tirosin). Karena faktor ini pemeriksaan glukosuria di negara maju telah diganti dengan Clinistix.
Glukosa urin positif tidak selalu berarti diabetes melitus, walaupun memang penyakit ini yang paling sering memberi hasil positif pada uji glukosa urin. Makna lain yang mungkin:
-Penyakit ginjal (glomerulonefritis, nefritis tubular, sindroma Fanconi).
-Penyakit hepar dan keracunan logam berat.
-Faktor farmakologis (indometasin, isoniazid, asam nikotinat, diuretik tiazid, karbamazepin).
-Nutrisi parenteral total yang berlebihan (hiperalimentasi) dengan infus glukosa.

Protein
Nilai normal: negatif (uji semikuantitatif), 0.03-0.15 mg/24 jam (uji kuantitatif)
Protein dapat diuji dengan asam sulfosalisilat 20%, asam sulfat 6%, atau dengan reagen strip. Pemeriksaan dengan reagen strip lebih banyak digunakan saat ini. Untuk anak-anak di bawah 10 tahun nilai kuantitatif normal protein dalam urin sedikit lebih rendah daripada dewasa, yaitu <100>

Hasil abnormal (positif) dalam uji proteinuria dapat berarti:

Masalah nonginjal (gagal jantung kongestif, asites, infeksi bakteri, keracunan).

Keganasan (leukemia dan keganasan tulang yang bermetastasis).

Proteinuria sementara (pada dehidrasi, diet tinggi protein, stres, demam, post-pendarahan). Penyakit ginjal (lupus, infeksi saluran kemih, nekrosis tubular ginjal).

Pada anak-anak sering karena sindroma nefrotik atau penyakit bawaan (ginjal polikistik). Faktor farmakologis (amfoterisin B, semua aminoglikosida, fenilbutazon, sulfonamid).

Keton

Nilai normal: negatif

Uji ketonuria dimaksudkan untuk mendeteksi adanya produk sampingan penguraian karbohidrat dalam urin. Ketonuria dulu diperiksa dengan metode Rothera, dan sekarang digunakan dipstik. Hasil positif dapat ditemukan pada ketoasidosis diabetik, alkoholisme, diet tinggi lemak, penyakit glikogen, dan konsumsi obat-obatan tertentu (levodopa dan obat-obat anestetik).

Urobilinogen

Nilai normal: 0.1-1 Ehrlich U/dL (dipstik), atau positif s/d pengenceran 1/20 (Wallace-Diamond) Urobilinogen klasik diperiksa dengan uji pengenceran Wallace-Diamond. Cara ini sudah banyak digantikan oleh uji dipstik modern yang bersifat kualitatif.

Urobilinogenuria dapat disebabkan oleh

Penyakit hepar dan empedu (hepatitis akut, sirosis, kolangitis)

Infeksi tertentu (malaria, mononukleosis)

Polisitemia vera ataupun anemia

Keracunan timah hitam

Tidak ada urobilinogen sama sekali dalam urin bermakna ada obstruksi komplit pada saluran empedu (kolelitiasis atau karsinoma pankreas). Dari faktor farmakologis: kloramfenikol dan vitamin C menyebabkan urobilinogen urin berkurang.

Bilirubin

Nilai normal: negatif, maksimal 0.34 μmol/L. Bilirubinuria dapat disebabkan oleh:

Penyakit hepar (sirosis, hepatitis alkoholik), termasuk efek hepatotoksisitas.

Infeksi atau sepsis.

Keganasan (terutama hepatoma dan karsinoma saluran empedu).

Nitrit

Nilai normal: negatif (kurang dari 0.1 mg/dL, atau kurang dari 100.000 mikroorganisme/mL) Nitrit urin digunakan untuk skrining infeksi saluran kemih.

Eritrosit

Nilai normal: 0-3 sel per lapang pandang besar Eritrosit dalam urin yang berlebihan (mikrohematuria) dapat ditemukan pada urin wanita menstruasi dan perlukaan pada saluran kemih; baik oleh batu, infeksi, faktor trauma, maupun karena kebocoran glomerulus.

Leukosit

Nilai normal: 2-4 sel per lapang pandang besar Leukosit yang berlebihan dalam urin (piuria) biasanya menandakan adanya infeksi saluran kemih atau kondisi inflamasi lainnya, misalnya penolakan transplantasi ginjal. Sel epitel Nilai normal: sekitar 10 sel per lapang pandang besar, berbentuk skuamosa. Sel epitel yang lebih daripada jumlah normal berkaitan dengan infeksi saluran kemih dan glomerulonefritis. Sedangkan bentuk sel epitel abnormal dikaitkan dengan keganasan setempat.

Cast / inklusi

Nilai normal: ditemukan cast hialin dalam jumlah sedang, tanpa adanya inklusi. Cast merupakan kumpulan sel-sel yang dikelilingi suatu membran. Biasanya cast selain hialin (misalnya cast eritrosit atau cast leukosit) menunjukkan kerusakan pada glomerulus (glomerulonefritis kronik). Inklusi sitomegalik menunjukkan infeksi sitomegalovirus (CMV) atau campak.

Kristal

Nilai normal: ditemukan kristal dalam jumlah kecil Kristal yang ditemukan dalam urin tergantung pada pH urin yang diperiksa. Pada urin asam dapat ditemukan kristal asam urat. Pada urin netral ditemukan kristal kalsium oksalat. Pada urin basa mungkin terlihat kristal kalsium karbonat dan kalsium fosfat. Ada juga sejumlah kristal yang dalam keadaan normal tidak ada; antara lain kristal tirosin, sistin, kolesterol, dan bilirubin.

Bakteri, jamur, dan parasit

Nilai normal bakteri: negatif. Kecuali untuk urin midstream: <>

Nilai normal jamur dan parasit: negatif Bakteri yang dapat menimbulkan infeksi saluran kemih mungkin ditemukan dalam urinalisa, antara lain E.coli, Proteus vulgaris, Neisseria gonorrhoea dan Pseudomonas aeruginosa. Sedangkan parasit yang mungkin ditemukan dalam urin adalah Schistosoma haematobium dan mikrofilaria spesies tertentu.

Referensi Chernecky CC & Berger BJ. Laboratory Tests and Diagnostic Procedure. Philadelphia: Saunders Elsevier, 2008. Kasper DL et.al (eds). Harrison’s Principles of Internal Medicine. New York: McGraw-Hill, 2007. (hnz)

http://hnz11.wordpress.com/2009/05/22/membaca-lab-urin/

1. Pengecatan Gram

Pengertian : adalah tata cara laboratorium untuk mengindentifikasi kuman melalui pengecatan Gram.

Tujuan : Diagnosis

Sampel : Swab, pus, urine, darah faeces, liquor, pleura, ascites, sputum, dll ciran darah.

Alat :
- Lampu spiritus
- Pipet Pasteur
- Obyek Glass
- Jembatan pengecatan
- Mikroskop

Reagen :
1. Larutan Gram A (Carbol Gentian Violet) :
a. Gentian Violet 1 gr
b. Alkohol 96% 10 ml
c. Phenol Kristal 1 gr
d. Aquadest 90 ml

2. Larutan Gram B (lugol)
a. Yodium 1 gr
b. Kalium Yodida 2 gr
c. Aquadest 300 ml

3. Larutan gram C (Alkohol 96%)

4. Larutan Gram D ( Solution fuchsin 1%)
a. Basic Fuchsin 1 gr
b. Aquadest 100 ml

Cara kerja :
a. Mempersiapkan alat-alat yang akan diperlukan
b. Mempersiakan reagensia yang diperlukan
c. Membuat preparat / sediaaan
d. Mengeringkan dan memfiksasi preparat diatas nyla api spiritus

e. Melakukan pengecatan :
1. Meletakan preparat diatas jembatan pengecatan
2. Menuanggi preparat dengan larutan Gram A selama 4 menit
3. Mencuci preparat dengan air mengalir sebentar lalu menuangginya dengan larutan Gram b selama 1 menit
4. Mencuci preparat deangan air mengalir sebentar lalu menuanginya dengan larutan Gram C goyang-goyang
5. Mencuci preparat deangan air mengalir sebentar lalu menuanginya dengan larutan Gram D selama 5 menit
6. Mencuci preparat deangan air mengalir lalu membiarkan mongering di udara ( kering angin)
f. Mengamati preparat dibawah mikroskop dengan perbesaran kuat untuk mencari adanya bakteri gram ( + ) dan Gram ( - ).

2. Pengecatan BTA
Pengertian : Cara mengidentifikasi Bakteri Tahan Asam melalui pengecatan menurut Ziehl Nielsen
Tujuan : Diagnosis
Sampel : sputum, lesi, Swab, pus, urine, darah, faeces, liquor, pleura, ascites
Alat :
- Spirtus
- Obyek glass
- Jembatan pengecatan
- Ose dan mikroskop
- Pipet pasteur
Reagen :
1. Carbol fuchsin :
- Basic fuchsin 3,0 gr
- Etanol/methanol 100 ml
- Kristal phenol 45 gr
- Aquadest 900 ml
2. larutan dekolorisasi :
- HCl pekat 30 ml
- Etanol 970 ml
3. pewarna kontras :
- Methylen blue khlorida 30 ml
- Air suling/aquadest 1000 ml
Cara kerja :
a. Mempersiapkan alat-alatnyang di perlukan
b. Mempersiapkan reagensia
c. Membuat preparat/sediaan dari bagian spesimen yang purulen/berdarah, menghapus spesimen pada bagian tengah obyek glass ukuran 2 x 3 cm, menulis nomor urut sesuai register Lab TB 04 di sebelah pinggir obyek glass
d. Membakar ose sampai membara setelah setiap mengerjakan 1 spesimen
e. Mengeringkan dan memfiksasi preparat di atas nyala api lampu spirtus
f. Melakukan pengecatan :
1. Meletakkan preparat diatas jembatan pengecatan
2. Menuangi preparat dengan carbol fuchsin
3. Memanaskan dari bawah setiap sediaan dengan lampu spirtus sampai keluar uap, api harus selalu di gerakkan, dihentikan bila sudah timbul uap
4. Mendinginkan selama 5 menit atau lebih, jangan sampai pewarna kering
5. Mencuci dengan air mengalir, memiringkan setiap sediaan untuk mengalirkn air yang berlebih
6. Mencuci sediaan dengan decolorasi sampai tidak ada pewarna carbol fuchsin, maksimal 3 menit
7. Mencuci dengan air mengalir
8. Menggenangi tiap sediaan dengan pewarna kontras 30 menit
9. Mencuci lagi setiap sediaan dengan air mengalir, memiringkan sediaan untuk mengurangi air yang berlebih, mengeringkan di udara terbuka
10. Mengamati preparat di bawah mikroskop dengan pembesaran kuat (100x) untuk mencari adanya bakteri tahan asam (BTA)

sumber:
http://sodiycxacun.blogspot.com/2010/04/pengambilan-darah-dengan-vacutainer.html

Sebagai seorang yang ingin berkerja di laboratorium, ilmu pertama yang harus dipelajari dan wajib bisa adalah menggunakan Mikroskop, karena hampir semua bagian ilmu seperti, Hematologi, Parasitologi, Bakteriologi, Kimia dan lainnya beberapa pemeriksaannya di lakukan dengan menggunakan mikroskop.

Nah sekarang saya ingin berbagi ilmu yang berhubungan dengan Mikroskop, diantaranya adalah bagian-bagian dari Mikroskop dan bagaimana cara menggunakannya.

Berikut adalah gambar bagian dari Mikroskop :



A. Struktur Mikroskop beserta Komponen-komponennya, terdiri dari:

1. Lensa okuler.
Merupakan bagian yang dekat dengan mata pengamat saat mengamati objek. Lensa okuler terpasang pada tabung atas mikroskop. Perbesaran pada lensa okuler ada tiga macam, yaitu 5x, 10x, dan 12,5x.

2. Tabung mikroskop.
Merupakan penghubung lensa okuler dan lensa objektif.
Tabung terpasang pada bagian bergerigi yang melekat pada pegangan mikroskop sebelah atas. Melalui bagian yang bergerigi, tabung dapat digerakkan ke atas dan ke bawah.

3. Makrometer (sekrup pengarah kasar).
Merupakan komponen untuk menggerakkan tabung mikroskop ke atas dan ke bawah dengan pergeseran besar.

4. Mikrometer (sekrup pengarah halus).
Merupakan komponen untuk menggerakkan tabung ke atas dan ke bawah dengan pergeseran halus.

5. Revolver.
Merupakan pemutar lensa untuk menempatkan lensa objektif yang dikehendaki.

6. Lensa objektif.
Merupakan komponen yang langsung berhubungan dengan objek atau specimen. Lensa objektif terpasang pada bagian bawah revolver. Perbesaran pada lensa objektif bervariasi, bergantung pada banyaknya lensa objektif pada mikroskop. Misalnya, ada perbesaran lensa objektif 10x dan 40x (mikroskop dengan dua lensa objektif); 4x, 10x, dan 40x (mikroskop dengan tiga lensa objektif); dan 4x, 10x, 45x, dan 400x (mikroskop dengan empat lensa objektif).

7. Panggung mikroskop.
Merupakan meja preparat atau tempat sediaan obek/specimen. Pada bagian tengah panggung mikroskop terdapat lubang untuk jalan masuk cahaya ke mata pengamat. Panggung digunakan untuk meletakkan sediaan objek atau specimen. Pada panggung terdapat dua penjepit untuk menjepit object glass. Pada beberapa mikroskop lain, panggung dapat digerakkan ke atas dan ke bawah.

8. Diafragma.
Merupakan komponen untuk mengatur banyak sedikitnya cahaya yang masuk melalui lubang pada panggung mikroskop. Diafragma ini terpasang pada bagian bawah panggung mikroskop.

9. Kondensor.
Merupakan alat untuk memfokuskan cahaya pada objek atau specimen. Alat ini terdapat di bawah panggung.

10. Lengan mikroskop.
Merupakan bagian yang dapat dipegang waktu mengangkat atau menggeser mikroskop.

11. Cermin reflektor.
Digunakan untuk menangkap cahaya yang masuk melalui lubang pada panggung mikroskop, yakni dengan cara mengubah-ubah letaknya. Cermin ini memiliki permukaan datar dan permukaan cekung. Permukaan datar digunakan jika sumber cahaya cukup terang dan permukaan cekung digunakan jika cahaya kurang terang.
Pada Mikroskop yang lebih canggih, cermin reflektor digantikan oleh sinar lampu listrik (light illuminator)
12. Kaki mikroskop.
Merupakan tempat mikroskop bertumpu. Kebanyakan kaki mikroskop berbentuk seperti tapal kuda.

B. Mempersiapkan Mikroskop

1. Mikroskop diambil dari tempat penyimpanan mikroskop dengan menggunakan kedua tangan saat mengambil dan membawa mikroskop ke meja. Satu tangan memegang lengan mikroskop dan tangan lain memegang kaki mikroskop.
2. Mikroskop ditempatkan di meja dengan kedudukan datar dan dihadapkan kearah cahaya.
3. Sekrup pemutar besar diputar hingga tabung mikroskop turun sampai ke batas bawah.
4. Revolver diputar sehingga lensa objektif dengan pembesaran lemah (missal 10x) tepat pada posisinya atau tepat berada di atas lubang panggung.
5. Diafragma dibuka secara penuh. Kedudukan cermin diatur agar cahaya yang masuk terpantul melalui lubang pada panggung sehingga melalui lensa okuler akan tampak lingkaran cahaya yang terangnya merata. Lingkaran cahaya tersebut dikenal sebagai bidang pandang.

C. Cara Penggunaan Mikroskop

1. Jarak mata-okuler: Untuk mencegah kelelahan mata, diperlukan penjagaan jarak antara mata dan okuler. Untuk menentukan jarak ini, mata mendekati okuler dari suatu jarak maksimum sekitar 1 cm. Jarak optimum dicapai pada saat medan pandang tampak sebesar-besarnya dan setajam-tajamnya. Selain itu, mata yang sebelah lagi harus tetap terbuka.

2. Pengamatan dimulai dengan menggunakan lensa objektif dengan pembesaran lemah (misal 10x).

3. Sambil mengamati melalui lensa okuler, sekrup pemutar kasar diputar secara perlahan agar tabung mikroskop naik. Pada saat demikian, gambar dapat teramati meskipun belum begitu jelas. Untuk memperoleh gambit yang lebih jelas, sekrup pemutar halus diputar sehingga dapat diamati gambar yang lebih jelas dan lebih fokus.

4. Setelah mengamati gambar dengan menggunakan lensa objektif dengan pembesaran lemah (10x), objek yang sama coba diamati dengan menggunakan lensa dengan pembesaran yang lebih kuat (missal 40x) dengan cara memutar revolver sehingga lensa objektif 40x tepat mengarah ke lubang pada panggung. Hal yang perlu diingat: selama pengamatan dengan pembesaran kuat tidak boleh mempergunakan sekrup pemutar kasar, untuk mendapatkan gambar yang baik (fokus) cukup digunakan sekrup pemutar halus.

D. Perawatan Mikroskop
1. Memegang mikroskop dengan kedua tangan ketika mengangkatnya.
2. Memulai pengamatan dengan pembesaran lemah sebelum menggunakan pembesaran kuat.
3. Tidak memutar tombol dengan kasar.
4. Menghilangkan kotoran pada lensa mikroskop: Seringkali gambar mikroskop tetap kabur meski telah diusahakan penyetelan focus halus. Ini seringkali disebabkan lensa depan objektif yang kotor dan/atau lensa okuler. Untuk memastikan pada bagian mana lensa kotor, pertama-tama lensa okuler diputar, dan kemudian, bila perlu, lensa objektif diputar sambil mengamati cuplikan untuk menentukan kapan lapisan kotoran yang kabur bergerak. Kemudian lensa yang kotor dibersihkan dengan kertas transerat atau kertas lensa. Kondensor yang kotor pun dapat mengaburkan gambar. Ketika membersihkan lensa depan objektif, harus diingat bahwa lensa terpasang pada perekat yang dapat melarut dalam pelarut organic. Oleh karena itu, lebih baik jika digunakan air suling untuk menghilangkan kotoran; jika tidak bisa, digunakan pelarut organik yang mudah menguap sesedikit mungkin, misalnya benzene atau eter minyak bumi.
5. Memastikan mikroskop dalam keadaan kering, sebelum dan sesudah digunakan.

E. Menghitung Pembesaran Gambar

Telah dijelaskan sebelumnya bahwa sebuah mikroskop memiliki dua macam lensa, yaitu lensa okuler dan lensa objektif. Kedua lensa tersebut memiliki ukuran pembesaran tertentu. Pembesaran total untuk panjang tabung yang digunakan diperoleh dari pembesaran pada objektif dikalikan dengan pembesaran yang tertera pada okuler.
Perbesaran objektif x perbesaran okuler = perbesaran total
10 x 8 = 80 x
10 x 12,5 = 125 x
40 x 8 = 320 x
40 x 12,5 = 500 x

Perbesaran total 80-125x (perbesaran rendah) dan 320-500x (perbesaran tinggi) yang diberikan pada contoh sudah cukup untuk memenuhi persyaratan normal.
Perbesaran rendah (3,5 x 8 atau 3,5 x 12,5, yaitu perbesaran total 30-40x) dapat memperlihatkan tampak umum dari suatu cuplikan dan biasanya digunakan untuk pengamatan pertama pada seluruh cuplikan.

F. Preparasi Sampel

1. Setetes air ditempatkan pada object glass.
2. Objek/spesimen diletakkan pada air tersebut.
3. Cover glass ditempatkan pada bagian atasnya dengan cara miring dan turunkan secara perlahan serta diusahakan agar tidak terbentuk gelembung udara. Pembentukan gelembung udara dapat menyebabkan kualitas gambar menjadi kurang bagus atau tidak jelas.
4. Air harus mengisi ruang antara object glass dan cover glass; jika air tersebar ke bagian lain dari object glass, kelebihan ini harus dikeringkan (misal dengan tisu) dengan hati-hati.
5. Jika objek sudah terdapat dalam bentuk suspense cairan, tetesan suspense dapat digunakan tanpa harus meneteskan air terlebih dahulu pada permukaan object glass.

PRINCIPLE

Urine specimens are submitted for culture from patients with symptoms of urinary tract infections and from asymptomatic patients with a high risk of infection. The most common gram-negative bacteria found in a urine culture are: Escherichia coli, Enterobacteriaceae sp. Klebsiella spp., Proteus spp., and Staphylococcus saprophyticus.

Quantitative cultures of urine specimens are critical for diagnosis of UTI. The criteria to be used for distinguishing significant from non-significant growth may vary depending on the patient and type of urine specimen received for culture.

MATERIALS AND EQUIPMENT

1. Media
BA
MAC

2. Supplies
Sterile urine collection cups
Platinum or plastic disposable calibrated loops (0.001-ml for colony counts>1,000 CFU/ml)

3. Reagents
Gram stain reagents
Reagents specified in preliminary identification protocol
API 20E

4. Equipment
Non-CO2 incubator
Microscope

SPECIMEN

1. Specimen collection – Urine is normally a sterile body fluid. However, unless it is collected properly, it can become contaminated with normal flora from the urethra, vagina, prostate or perineum. Laboratory staff must provide detailed instructions to the patients to ensure proper specimen collection.

Clean-catch midstream urine or catheter urine. See Specimen Collection section of this manual for more complete instructions.

2. Timing and transport
a. First morning specimen is best. Excessive fluid intake will dilute the colony count to <105>

2. If the intent is to determine if there is a high colony count infection, place 0.01 ml of well mixed, uncentrifuged urine onto a glass slide, allow it to air dry without spreading, and Gram stain. (Refer to Gram Stain SOP). Report the number of microorganisms per oil immersion field (OIF). The presence of one or more microorganisms per OIF correlates with a colony count of > 105 CFU/mL. Report and quantitate WBC’s and organisms seen. The presence of many squamous epithelial cells and different microbial morphotypes indicates contamination or “dirty-catch”. Request a repeat specimen.
3. If the intent of the requisition is to establish whether the infection is Gram-positive or Gram
negative, Grams stain the sediment of urine that has been centrifuged at 1500 g for 5 minutes. Evaluate the organisms OIF. Report whether the organisms are Gram-positive or Gram-negative.

INOCULATION AND INCUBATION

SURFACE STREAK METHOD

The standard choice of media used for initial inoculation of urine is: BA (non-selective media), and MAC. The proper procedure for inoculating urine specimens with a calibrated loop onto culture medium is as follows:

1. Flame and cool a platinum loop calibrated to deliver 0.001 ml (alternatively, a commercially purchased calibrated disposable plastic loop delivering 0.001 ml may be used.)

2. After mixing the urine, remove the top of the container.

3. Holding the cooled loop vertically, immerse the loop below the surface of the urine specimen and subsequently remove the loop vertically.

4. Inoculate the urine on the agar by making a single line steak down the middle of the plate from top to bottom.

5. Beginning at the top of the plate, streak the urine back and forth across the inoculum line, filling the plate with streak lines.

6. Then streak the plate at right angles to the initial streak to produce isolated colonies.
7. Incubate both culture plates at 35 to 37o C in an aerobic atmosphere for 18-24 h.



EXAMINATION OF CULTURE MEDIA

1. Examine cultures that have been incubated overnight.

2. If there is no visible growth and the specimen was collected by voiding or with a catheter, report as follows: “No growth at 24 hours”

3. Re-incubate culture plates with tiny or scant colonies that are not discernible.

4. For positive cultures, examine culture plates for the quantity and morphological type of organisms present. The BA plate is used for the total bacterial count. MAC is inhibitory and could give erroneous quantitative results. MAC should only be used for the presumptive identification of gram-negative rods. A total colony count is performed and the CFU/mL of urine is calculated. Using a 0.001-ml loop, one colony equals 1,000 or 103 CFU/mL (10 colonies would be equal to 10,000 or 104 CFU/ml).

5. Perform additional testing based on the colony count and morphology, method of urine collection, and clinical condition. In routine “clean catch” urine specimens colony counts of 100,000 or 105 CFU/mL or greater are considered significant. Counts of 103 – 105 CFU/mL may also be considered significant from patients on antimicrobial agents, female patients with urethritis, symptomatic males, and dilute urines. Consult with the medical provider as required.

6. In general when there are three or more colony types of organisms grown, regardless of the colony count, it indicates that the specimen was contaminated during collection. This is especially true if the organisms are common vaginal flora such as Lactobacillus sp. Other common contaminants include diphtheroids, viridans streptococci, and coagulase negative staphylococci other than Staphylococcus saprophyticus.

INTERPRETATION

Colony counts should be correlated with clinical criteria to confirm a diagnosis of urinary tract infection (UTI).

1. No Growth

Final report: “No growth at 48 hours”.

2. Colony count <>

INTRODUCTION

Glucose intolerance during pregnancy is associated with an increase in perinatal morbidity and mortality, especially in women who are:

• Aged >25 years
• Member of an ethnic group with high prevalence of diabetes (e.g., Hispanic, African, Native American, South or East Asian, Pacific islander)
• Body mass index > 25
• Previous unexplained perinatal loss or birth of a malformed child
• History of abnormal glucose tolerance
• Previous large baby (greater than 9 lbs.)
• Family history of diabetes, especially in first degree relatives
• Abnormal birth weight (<> 9 lbs)
• Polycystic ovary syndrome

Hyperglycemia during pregnancy affects 2-3% of pregnant women; most will return to normal after delivery. Most patients with GDM have normal fasting glucose levels, thus some challenge of glucose tolerance must be undertaken. It is therefore recommended that universal screening and diagnosis be performed between 24 and 28 weeks gestation on all pregnant women not identified as having glucose intolerance. Women with a family history of diabetes or previous gestational diabetes should undergo the screening test earlier in pregnancy (14 to 20 weeks) and again at 24 to 28 weeks of gestation.

SCREENING PROCEDURE

1. Patient Preparation:
Explain test purpose (to evaluate abnormal carbohydrate metabolism) and the procedure. No fasting is required. Test performed without regard to time of day or time of last meal. Patient should not eat, drink, or chew gum during the test. She may void if necessary.

2. Have patient ingest 50 gm of oral glucose (usually chilled glucola).

3. One hour after ingestion, measure patient’s serum glucose.

4. Patient aftercare: Normal activities, eating, and drinking may be resumed.

5. Normal Values: <> 140 mg/dL (nonfasting) / > 130 mg/dL (fasting) and <> 126 mg/dL are diagnostic of diabetes.

DIAGNOSIS PROCEDURE

1. Perform in the morning after a 10-16 hour fast.
Note: This is often done after a 3-day 150-gm carbohydrate/day diet.

2. Measure fasting serum glucose

3. Have patient ingest 100 gm of glucose orally within 5 minutes

4. Measure serum glucose hourly for 3 hours – Fasting, 1 hour, 2 hour, 3 hour

5. The patient should not smoke, drink coffee, or exercise during the testing process other than to walk around. If autonomic nervous system responses develop during testing (pallor, sweating, nausea, fainting, etc.), testing should be discontinued after a sample is taken. The test should be repeated at another time.

6. Normal venous glucose values:

Fasting <95 mg/dL
1 hour <180 mg/dL
2 hour <155 mg/dL
3 hour <140 mg/dL

7. If two or more of the four values are met or exceeded a diagnosis of gestational diabetes can be made.

8. If results are normal in a clinically suspicious situation, repeat during the third trimester.

REFERENCE

1. Fischback, T, Dunning, MB III. Manual of Laboratory Diagnostic Tests, LW & W, Philadelphia, PA, 7th Ed, 2003.

2. Star, Winifred. Ambulatory Obstetrics, Univ. of California San Francisco; 3rd Ed, 1999.

3. Tietz NW. Textbook of clinical Chemistry, 3rd Ed. WB Saunders. Philadelphia: 1815; 1999.

4. Wallace, J. Interpretation of Laboratory Tests, LW & W, Philadelphia, PA, 7th ed. 2000.

Trikomoniasis dan Penatalaksanaannya

AM Adam, Hardy Suwita
SMF Kulit dan Kelamin RSUD Lambuang Baji, Makassar

Trikomoniasis adalah infeksi Trichomonas vaginalis yang merupakan protozoa patogen pada saluran genito-urinaria manusia. Berbagai macam gejala klinis dapat ditemukan baik pada wanita maupun pria dan diagnosis pasti adalah dengan menemukan organisme ini. Hingga saat ini metronidasol masih merupakan obat pilihan untuk trikomoniasis.

ETIOLOGI Trikomonas adalah suatu organisme eukaryotik yang termasuk kelompokmastigophora, mempunyai flagel, dengan ordo trichomonadida. Terdapat lebih dari 100 spesies, sebagian besar trichomonas merupakan organisme komensal pada usus mamalia dan burung. Terdapat 3 spesies yang sering ditemukan pada manusia yaitu Trichomonas vaginalis yang merupakan parasit pada saluran genitourianaria, Trichomonas tenax dan Pentatrichomonas hominis merupa-kan trichomonas non patogen yang ditemukan di rongga mulut untuk Trichomonas tenax dan usus besar untuk Pentatrichomonas
hominis .

Nama Trichomonas vaginalis sebenarnya salah, karena juga ditemukan di uretra wanita dan tidak jarang ditemukan di uretra pria.

Organisme ini berbentuk oval atau fusiformi, atau seperti buah pir dengan panjang rata-rata 15 mm dengan tanda khas selalu berpindah tempat. Intinya terletak anterior, antara inti dan permukaan ujung yang lebih luas terdapat 1 atau lebih struktur yang membulat yang disebut blepharoplasts dan dari tempat inilah keluar keempat flagel. Flagel kelima berbentuk membran bergelombang yang berasal dari kompleks kinetosomal dan terbentang sepanjang setengah dari organisme ini

Pergerakannya dengan kedutan yang didorong oleh keempat flagel anterior, kecepatan dan aktivitas hentakannya yang khas menyebabkan organisme ini mudah diidentifikasi pada sediaan segar.

Trichomonas vaginalis tumbuh di lingkungan yang basah dengan suhu 35-37º C dengan pH antara 4,9-7,5

Trichomonas vaginalis tidak menyerang jaringan di sebelah bawah dinding vagina, ia hanya ada di rongga vagina; sangat jarang ditemui di tempat lain. Lingkungan vagina sangat disukai oleh organisme ini

Trichomonas vaginalis dapat menimbulkan reaksi radang pada rongga vagina yang didominasi oleh sel lekosit polymorphonuclear (PMN). Trichomonas vaginalis dan ekstraknya dapat merangsang kemotaktik sel lekosit PMN, yang mungkin mempengaruhi perkembangan gejalanya.

Mekanisme lengkap penghancuran sel epitel vagina yang diserang oleh Trichomonas vaginalis belum diketahui dengan pasti.

Pria yang mengandung Trichomonas vaginalis sebagian besar asimtomatik dan respon radang pada uretra pria biasanya tidak ditemukan. Hal ini berhubungan dengan epitel kuboid pada uretra. Trichomonas vaginalis dapat menginfeksi epitel skuamosa pada vagina tetapi hanya yang rentan saja.

Cara menghilangkan Trichomonas vaginalis dari saluran urogenital pria belum diketahui pasti, tetapi mungkin organisme hilang secara mekanik pada waktu buang air kecil dan adanya seng di dalam cairan normal prostat dapat dengan cepat membunuh trichomonas

PENULARAN
Trichomonas vaginalis menular melalui hubungan seksual meskipun masih diperdebatkan

Trichomonas vaginalis dapat hidup pada obyek yang basah selama 45 menit pada kloset duduk, kain lap pencuci badan, baju, air mandi dan cairan tubuh

Penularan perinatal terjadi kira-kira 5% dari ibu yang terinfeksi tetapi biasanya sembuh sendiri dengan metabolisme yang progresif dari hormon ibu

Infeksi Trichomonas vaginalis mempunyai masa inkubasi selama 4-21 hari

LABORATORIUM
Pemeriksaan mikroskop secara langsung
Dengan sediaan basah dapat ditemukan protozoa dengan 4-5 flagel dan ukuran 10-20 µm yang motil

Pada wanita metode ini mempunyai sensitifitas 50- 70% dan spesimen harus diambil dari vagina karena agen penyebab hanya menyerang epitel skuamosa

Pada pria cara penemuan Trichomonas vaginalis tidak selalu berhasil dan Trichomonas vaginalis dapat dideteksi dengan menggunakan sedimen urin

Cara lain menggunakan pewarnaan Gram, Giemsa, Papa-nicolaou, Periodic acid schiff, Acridine orange, Fluorescein, Neutral red dan Imunoperoxidase

Kultur
Teknik kultur menggunakan berbagai cairan dan media semi solid yang merupakan baku emas untuk diagnosis Biasanya dengan menggunakan medium Feinberg-Whittington memberikan hasil yang dapat dipercaya
Teknik kultur ini mempunyai sensitifitas kira-kira 97%

Metode serologi
Beberapa studi mengatakan bahwa uji serologis kurang sensitif daripada kultur atau pemeriksaan sediaan basah
Pada metode serologi ini dapat digunakan teknik ELISA, tes latex agglutination yang menggunakan antibodi poliklonal
Antigen detection immunoassay yang menggunakan antibodi
monoklonal dan nucleic acid base test

http://www.kalbe.co.id


Article in English:

Purpose: Definitive diagnosis of Trichomonas vaginalis in genital secretions because clinical symptoms and signs or cellular charateristics of the exudate are not reliable evidence of trichomonal infections in either sex.

Equipment and Materials required:
Light microscope
microscope slides and cover slip
0.85% Saline, isotonic

Quality Control:

Specimen Collection and Handling: Specimens are collected by the health care practitioner. Follow Universal Precautions

1. Using a sterile swab , collect vaginal or, prostatic fluid, urethral discharges or centrifuge a fresh urine sample from either sex.
2. Specimen is mixed with a drop of isotonic saline solution. Cover slip the mixture.
3. Transport slide directly to the laboratory for examination.

Reporting:
1. Examine the slide microscopically using the 10 x objective for scanning and the 40 or 45 objective for confirmation and count estimation.
2. Trophozoites of T. Vaginalis may be incredibly numerous or only a few may be found. Motile and non-motile flagellates may be present, resembling small WBCs and epithelial debris.
3. Organisms are large, 15 to 18.5 by 5-15 um., pyriform, flagellate exhibiting rapid and jerky motility ( in fresh samples only). The wave-like motion of the undulating membrane is often apparent. There is not cyst stage of this parasite.
4. Report as follows:
*Presence of T. vaginalis, crystals and yeast as : Observe several fields under high power (400X) Report the presence as: Rare or Occasional or Many

*WBC, RBC, Epithelial cells, Renal cells – report lowest to the highest number of each element found as range/ HPF. Example: WBC 0-5/HPF

*Casts- observe several fields under low power (100X) report the lowest to highest number of each type of case found as range /LPF, Example: Granular cast 0-5/LPF

Reference:
1.Current Medial Diagnosis & Treatment ,1997
2. Saunders Manual of Clinical Laboratory Science, Lehmann, 1998

Protap TES LED.

Cara Westergren

A. Pra analitik

Persiapan Penderita :
tidak memerlukan persiapan khusus

Persiapan sampel:
Darah vena dicampur dengan anti koagulan Natrium citrate 3,8 % dengan perbandingan 4:1 . Dapat juga dipakai darah EDTA yang diencerkan dengan NaCl 0,95 dengan perbandingan 4:1.

Prinsip :
Mengukur kecepatan sedimentasi sel eritrosit di dalam plasma. Satuannya mm / jam

Alat dan bahan :
a. Pipet Westergren
b. Rak untuk pipet Westergren
c. Natrium Citran 3,8 %

B. Analitik
Isi pipet westergren dengan darah yang telah diencerkan sampai garis tanda 0. pipet harus bersih dan kering. Letakan pipet pada rak dan perhatikan supaya posisi betul – betul tegak lurus pada suhu 18 – 250º C.
Jauhkan dari cahaya matahari dan getaran. Setelah tepat 1 ( satu ) jam, baca hasilnya dalam mm/jam

C. Pasca analitik
Nilai rujukan Laki – Laki : 0 – 15 mm / jam
Perempuan : 0 – 20 mm / jam

Sumber Kesalahan :
Kesalahan dalam persiapan penderita, pengambilan dan penyiapan bahan pemeriksaan.
Dalam suhu kamar pemeriksaan harus dilakukan dalam 2 jam pertama, apabila darah EDTA disimpan pada suhu 4º C pemeriksaan dapat ditunda selama 6 jam. Perhatikan agar pengenceran dan pencampuran darah dengan larutan antikoagulan dikerjakan dengan baik. Mencuci pipa westergren dapat dilakukan dengan cara membersihkannya dengan air, kemudian alcohol dan terakhir acetone. Cara lain adalah dengan membersihkan dengan air dan biarkan kering satu malam dalam posisi vertical. Tidak dianjurkan memakai larutan bichromat atau deterjen. Nilai normal pada umumnya berlaku untuk 18 – 25º C. Pada pemeriksaan pipet harus diletakan benar – benar posisi vertical.

(artikel dari beberapa sumber).



Article in English:

DISPETTE 2 MODIFIED WESTERGREN METHOD

PRINCIPLE

Erythrocyte Sedimentation Rate (ESR or Sed Rate) is a nonspecific screening test used to help diagnose conditions associated with acute and chronic inflammation, including infections, cancers, and autoimmune diseases. It is said to be nonspecific because increases do not tell the medical provider exactly where the inflammation is in the body or what is causing it, and also because it can be affected by other conditions besides inflammation. For this reason, ESR is typically used in conjunction with other tests.

Anticoagulated blood is drawn up into a tube of standardized dimensions and left in a vertical position for exactly one hour. After that period the point at which the red cells have separated and settled from the plasma is recorded by reading from the scale on the side of the tube.

The phenomenon of red cell sedimentation is only partly understood. Three definite phases have been identified in the sedimentation process. During the first, or Lag Phase (10 minutes), the red cells form a characteristic rouleaux pattern and sedimentation is generally slow. The rate accelerates in the second period, the Decantation Phase or precipitation phase. In the final or packing phase, the red cell aggregates pile up on the bottom of the tube or container; sedimentation slows down as a result of mutual interference of the closely packed aggregates.

The size of the rouleaux aggregates formed in the Lag Phase is the critical factor affecting the final result of the ESR. The rouleaux itself appears to e influenced mainly by certain plasma proteins including fibrinogen, IgM and alpha1-macroglobulin. Thoughts vary as to the accelerating and retarding properties of glycoproteins and albumin.

SPECIMEN REQUIREMENTS

1. Patient Preparation–N/A

2. Type–EDTA anticoagulated blood (1 to 2 mg EDTA/1ml blood).

3. Handling Conditions–The test should be set up within two hours after the blood sample is obtained (or 12 hours if the blood is kept at 4oC). Refrigerated blood must always first be brought to room temperature for testing. If room temperature EDTA blood is being used the blood should be placed on the blood rocker for 10-15 minutes to allow adequate mixing of the blood cells.

MATERIALS AND EQUIPMENT

1. Equipment
Dispette tube holder w/leveling bubble
Timer

2. Materials
Dispette 2 reservoir pre-filled with bacteriostatic saline.

NOTE: Whole blood must be diluted as undiluted blood collected in EDTA gives inaccurate and poorly reproducible results – 2 ml whole blood diluted with 0.2 ml saline.

Dispette autozero tube with constant 2.55 ml internal diameter (complies with NCLLS guidelines.)
Plastic disposable pipette

3. Preparation–N/A

4. Performance Parameters–NA

5. Storage Requirements–Store reservoirs at room temperature.

CALIBRATION–N/A

QUALITY CONTROL

1. Test is performed in duplicate and results must agree within 10%. If not, repeat test.

2. Rack is kept in level position on counter free from vibrations.

3. Care is taken to avoid sources of error.

PROCEDURE

STANDARD PRECAUTION: Patient specimens and all materials coming into contact with them should be handled as if capable of transmitting infections and disposed of with proper precautions. Gloves should be worn when handling all specimens.

1. Anticoagulated specimens must be checked with two applicator sticks to ensure no clots are present. If clots are present the specimen is unsatisfactory. Blood should be mixed well and at room temperature.

2. Hold clear filling reservoir by flared section and shake downwards with a flick of the wrist to force saline to the bottom of the reservoir. Keep upright and remove cap.

3. Add 1 mL well mixed EDTA treated whole blood to the filling line level, either from a transfer pipette or directly from the blood tube. Ensure that the blood mixture reaches the filling line.

4. Replace cap securely.

5. Gently mix, mechanically or manually, by inversion. A minimum of 8 inversions is recommended.

6. Ensure that all the blood returns to the bottom section of the reservoir.

7. While holding filing reservoir firmly with one hand, and the Dispette tube with the other hand positioned at the 180 mm mark, penetrate the cap membrane and stop.

8. Gently continue inserting the Dispette tube to the bottom of the reservoir. Ensure that the blood level, on rising up the Dispette tube, reaches to or beyond the grommet at the zero level. When the Dispette is fully inserted, any extra blood will be accommodated by the plugged overflow-chamber.

9. Place the full Dispette assembly in a leveled plastic or metal stand. Ensure that the Dispette tube is at 90o degrees + one degree to the horizontal. Readings are recorded in millimeters at exactly one hour after setting upright.

10. Pipette 1 ml. blood into the pre-filled reservoir up to the fill line.

11. At the end of one hour, read the sedimentation rate directly from the tube in mm. Record results and discard the Dispette appropriately.



CALCULATION

Result is read directly from the tube. The distance from the bottom of the surface meniscus to the top of the column of red cells is recorded in millimeters per hour (mm/hr). If demarcation is hazy, level is taken where full density is first apparent.

REPORTING RESULTS
Normal Values

Males 0–9 mm/hr
Females 0–20 mm/hr

Results are handwritten on laboratory requisition form. Unusual or abnormal results should be brought to the attention of the medical provider.

PROCEDURE NOTES

Sources of error

1. Failure to mix blood properly, or clots in tube. Hemolysis may also modify sedimentation.

2. Failure to perform test within two hours after blood is collected - twelve hours if kept at 40o C.

3. Rack not on level surface. Sedimentation is accelerated if tube is not vertical. An angle of even 3o from vertical may accelerate the ESR by as much as 30 %. The test should be performed away from drafts or vibrations.

4. Temperature variation. The rate is consistent at 20o C and little variation from 22 to 27o C (65-72oF). Otherwise, tube should be in constant temperature water bath. Refrigerated blood should be allowed to reach room temperature before test is set up.

5. Vibration can seriously affect the ESR. Ensure that the bench top is not in contact with machinery (especially centrifuges), or subject to knocks.

6. Do not pick up the stand to read results as this will affect other tests in progress. Bring the eye to the level of the top of the red cells to read accurately from the scale.

7. Ensure you read the result at exactly 1 hour from when you set up the tube in the rack: remember the cells will go on settling after the first hour and results read at 75 minutes will usually be higher than those read at 60 minutes. Use a laboratory timer or alarm to remind yourself to read the results at the correct time

LIMITATIONS

Anemia is responsible for an accelerated ESR as the change in erythrocytes-plasma ratio favors rouleaux formation and therefore more rapid settling. Davidsohn and Henry state that the present tendency is to recognize that the value of the ESR is extremely limited in the presence if anemia and that a correction for the anemia is of questionable value.

CLINICAL SIGNIFICANCE

1. In general, the ESR is increased in all acute, general infections; in localized, acute, inflammatory conditions, variations in the ESR depend on the nature and severity of the process.

2. On occasion, the ESR may be increased where clinical and laboratory evaluation yield negative results. This should nonetheless be regarded as a sign of disease until such time as the medical provider is fully satisfied that the patient is perfectly well.

3. The ESR may be useful to differentiate organic disease from functional disorders, or as a guide to the progress of diseases such as rheumatic carditis, rheumatoid arthritis, and certain malignancies, including Hodgkin’s disease.

REFERENCE

1. Ulster Scientific Dispette 2 Modified Westergren ESR product insert.

2. Davidsohn, 1, Henry JB (Eds): Todd-Sanford Clinical Diagnosis by Laboratory Methods. ed. 15, Philadelphia, W.B. Saunders Co. pp. 134-135.

3. Hardison, C. The Sedimentation Rate. JAMA 1968: 204, 165.

4. National Committee for Clinical laboratory Standards. Methods for the Erythrocyte Sedimentation Rate (ESR) Test – Third Edition; Approved Standard, NCCLS document H2-A3. Villanova, Pennsylvania, NCCLS, 1993.

5. Pincherie & Shanks. Value of the ESR as a Screening Test. Br. J. Prev. Soc. Med. 1967: 21, 133-138.

6. International Congress for Standardization in Hematology (I.C.S.H.) Recommendations for Measurement of Erythrocyte Sedimentation rate. J Clin Path 1993: 46, 198 – 203.

7. Manley, R. The Effect of Room Temperature on ESR and its Correction. J Clin Path 1957: 10, 354.